ÁREA CARDIACA DE LA EXPLORACIÓN DEL TÓRAX

Anamnesis

• Disnea.

• Cansancio rápido o superior al normal.

• Tos: tipo de tos y momento del día en que se produce. La “tos cardiaca” se produce frecuentemente por la noche y depende del grado de afectación pulmonar. Normalmente es una tos seca, excepto cuando ya hay edema pulmonar.

• Acúmulo de líquidos: edemas, sobretodo en la parte inferior de las extremidades y ascitis.

• Pérdida de consciencia: síncopes.

Inspección

Se obtienen pocos datos, únicamente la presencia del “choque de punta”: se produce por contacto del ápex del corazón con la pared torácica izquierda. En la sístole (contracción del ventrículo izquierdo) se produce un giro del ventrículo izquierdo hacia la izquierda, con lo que el ápex choca. Coincide con el inicio de la sístole cardiaca. En grandes animales no se suele ver el choque de punta porque choca toda la pared del ventrículo izquierdo.

El choque de punta se manifiesta más o menos según el tipo de tórax:

· Estrecho, plano más fácil de ver. Ej.- galgo, doberman…

· Tonel mucho más difícil de ver.

También influye el tipo de pelo:

· Largo

· Corto más fácil de ver.

Es más fácil de ver en équidos que en bóvidos y en pequeños rumiantes se ve peor debido a la lana.

Cuando hay problemas que cursan con aumento cardiaco, el choque el punta aumenta.

Palpación

Se debe palpar la zona cardiaca con el animal en estación.

ÉQUIDOS: palpar por el lado izquierdo; poner la mano izquierda entre el 3º y 5º espacio intercostal, en el tercio inferior; el corazón se nota en el 5º espacio intercostal. Por lado derecho también se puede notar cuando el corazón está muy aumentado de tamaño; en este lado se encuentra un poco más ventral (más abajo), en la unión de las costillas al esternón.

BÓVIDOS: introducir ligeramente la mano por debajo de la extremidad anterior, con la punta de los dedos hacia delante, colocando la palma hacia el tórax. Se encuentra entre el 3º y 5º espacio intercostal y es bastante difícil de encontrar.

PERROS: si es posible debemos colocar ambas manos al mismo tiempo, la izquierda en el lado izquierdo y la derecha en el derecho, colocándonos por detrás del animal. El corazón se localiza en la unión costo-condral, en el lado izquierdo a nivel del 4º-6º espacio intercostal y en el derecho entre el 3º-5º espacio intercostal.

Debemos palpar:

• La fuerza del corazón.

• La ubicación del corazón en el tórax.

• El choque de punta, que es más intenso en el lado izquierdo en animales sanos.

La intensidad máxima puede verse desplazada por:

• Masas pulmonares o pleurales.

• Inflamación o neoplasia mediastínica (corazón desplazado hacia atrás).

• Trastornos abdominales que afecten al diafragma (corazón desplazado hacia delante).

• Cardiomegalia (desplazado hacia atrás y hacia arriba-dorsal).

Calidad (fuerza y frecuencia) del choque de punta:

Aumentada en:

• ejercicio

• excitación

• anemia

• hipovolemia: para que llegue más sangre

• inicio de enfermedades cardiacas

Disminuida en:

• obesos

• enfisematosos

• efusiones pleurales y pericárdicas

• neumotórax

• cardiopatías avanzadas

Cuando hay algo entre el corazón y la pared torácica, Ej.- pulmón enfisematoso, derrame pleural, neumotórax, líquidos en pericardio…

Vibraciones anormales:

• Soplos cardiacos con frémito: se palpa como una especie de vibración. El soplo se produce cuando la sangre, en el corazón, pasa por un lugar estrecho.

• Pericarditis: se produce vibración por el roce de las dos capas del pericardio.

• Pleuritis.

Cuando se realiza una palpación profunda, tanto en pericarditis como en pleuritis aparece dolor a la palpación-presión.

Percusión

Debe realizarse con el animal en estación; en pequeños animales a veces se puede hacer en decúbito lateral derecho, pero siempre que se pueda en estación.

Grandes animales

Se utiliza el martillo y el plexímetro. Se percute por el lado izquierdo, entre el 3º y 5º espacio intercostal, donde se obtiene un sonido mate matidez cardiaca.

Se hace una línea vertical por detrás, trazando puntos de percusión hasta llegar a la matidez, más o menos hasta el ancóneo. La línea horizontal se traza desde la articulación del codo hacia atrás.

Matidez cardiaca su tamaño es aproximadamente el de la palma de la mano.

Pequeños animales

Percusión digito-digital. Se realiza por el lado izquierdo, entre el 4º y 6º espacio intercostal, por encima del esternón hacia la unión costo-condral. Debe realizarse en líneas que van convergiendo hacia un punto, espacio a espacio.

· Se produce aumento de la matidez cuando hay:

• Cardiomegalia

• Neoplasias cardiacas

• Afecciones pericárdicas (pericardio aumentado)

• Pleuritis

• Neumonías

• Hernia diafragmática

En el caso de pleuritis, neumonías o hernia diafragmática, aumenta la matidez debido a alteraciones en zonas próximas. Se diferencia por la sintomatología del animal. Ej.- signos respiratorios distintos, sonidos cardiacos a la auscultación…

· Se produce disminución/abolición cuando hay:

• Aire entre el corazón y la pared torácica: enfisema, neumotórax, neumopericardio.

Auscultación

Generalmente se escuchan dos tonos. Hay 4 tonos cardiacos, pero los otros dos se escuchan difícilmente con el fonendoscopio.

1.- Cierre de las válvulas auriculo-ventriculares, en la sístole S1.

2.- Cierre de las válvulas pulmonar y aórtica, en la diástole S2.

3.- Durante la distensión del ventrículo, al principio de la diástole S3.

4.- Al inicio de la contracción del ventrículo, principio de la sístole S4.

Cómo realizar la auscultación:

• Sistemática: recorrer todo el corazón porque esos cierres de válvulas se reflejan en distintos puntos; Comenzar en el 2º-3º espacio intercostal hasta llegar al 5º-6º, de atrás hacia delante y de arriba hacia abajo, por el lado izquierdo; también se debe auscultar por el lado derecho. Hay que empezar siempre por la parte craneal e ir hacia atrás.

• Cuidadosa.

• Con suficiente tiempo.

• Sin ruidos cercanos.

• No auscultar sólo el corazón, auscultar también el tórax para comparar.

• Acompañada de palpación y toma de pulso; el pulso coincide con la sístole. El primer tono es más intento que el segundo, pero si tomamos el pulso, el sonido que coincide con éste es el S1.

• Foco a foco.

Modificación de la intensidad y el timbre:

• Ambos tonos en ejercicio, excitación, anemia, hipovolemia, principio de enfermedades cardiacas (aumenta también a la palpación).

• Timbre aumentado lo mismo.

• Timbre disminuído en obesos, enfisematosos, efusiones pleurales y pericárdicas, neumotórax, cardiopatías avanzadas (también disminuye a la palpación).

Diferencias entre el 1º y 2º tono:

• Aumento del primer tono: ejercicios intensos, excitación, anemia, insuficiencia cardiaca (por una mayor fuerza de contracción del corazón).

• Aumento del 2º tono: cuando aumenta la presión sistémica o pulmonar.

Variación del número de sonidos cardiacos:

· Disminución (casi siempre por desaparición del 2º tono): frecuencia cardiaca elevada, soplos sistólicos, llenado incompleto del ventrículo.

· Aumento/Desdoblamiento de los tonos:

Desdoblamiento

S1 Fisiológico, en perro de razas grandes (la frecuencia cardiaca es más baja), porque se cierra antes la válvula tricúspide que la mitral; también ocurre en bóvidos y en équidos.

Hipertrofia ventricular.

S2 Cierre retrasado de la válvula pulmonar, produciendo bloqueo en la rama derecha e hipertensión pulmonar (estenosis de la pulmonar, comunicaciones intracardiacas, afecciones pulmonares restrictivas…).

Cierre retrasado de la válvula aórtica, produciendo bloqueo en la rama izquierda e hipertensión sistémica (estenosis aórtica, conducto arterioso persistente…).

“Ruidos de galope”: se producen porque se oye el 3º y 4º tono; normalmente sólo se pueden oír mediante fonocardiografía. ¡Cuidado! No confundir con desdoblamientos.

S3 más intenso distensión exagerada del ventrículo (insuficiencias cardíacas avanzadas).

S4 más intenso cardiopatía hipertrófica descompensada.

Modificaciones de la frecuencia:

En adultos es más baja que en jóvenes y en animales más grandes es más baja que en pequeños. La frecuencia cardiaca depende de la especie, raza, edad, ejercicio y temperatura del animal.

ESPECIE	ADULTOS	JÓVENES
Équidos	20-50	45-80
Bóvidos	40-80	70-90
Oveja/Cabra	60-80	100-120
Perro	70-160	70-220
Gato	120-240

Dentro del tamaño del animal, va a depender mucho de las razas y la edad. Las razas de perros grandes tienen una frecuencia cardiaca más baja y viceversa.

Cuando se toma la frecuencia cardiaca, hay que tener en cuenta si ha hecho ejercicio hace poco, el ambiente y la temperatura. En ejercicio aumenta y durante el sueño disminuye. Cuando aumenta la temperatura también aumenta la frecuencia. Ej.- en équidos de carrera puede llegar a 220 ppm, pero después debe recuperar la normalidad.

TAQUICARDIA: 10-20 ppm por encima de lo normal (en adulto en reposo).

BRADICARDIA: 5-10 ppm por debajo de lo normal (en adulto en reposo).

En perros siempre hay que tener en cuenta la raza.

Modificaciones de la frecuencia:

· Taquicardia patológica: en insuficiencia de miocardio, cardiopatía dilatada, estenosis aórtica y en algunos procesos extracardíacos como fiebre, colapso y cólico equino.

· Bradicardia patológica: cuando la insuficiencia cardiaca está descompensada, en bloqueos cardiacos y en procesos extracardiacos como el síndrome urémico, síndrome ictérico y afecciones cerebrales graves.

Modificaciones del ritmo: arritmias.

Muchas veces se puede detectar con la auscultación, pero para diagnosticar qué tipo de arritmia es necesitamos un electrocardiograma (a veces sí se puede sospechar).

· Arritmias que aumentan la frecuencia cardiaca (taquiarritmias):

• Taquicardia sinusal

• Taquicardia atrial

• Fibrilación atrial

• Taquicardia ventricular

· Arritmias que disminuyen la frecuencia cardiaca:

• Bradicardia sinusal

• Bloqueos de 2º y 3º grado (auriculo-ventriculares).

• Complejos prematuros atriales y ventriculares (porque se produce una pausa compensadora).

· Arritmia sinusal respiratoria (fisiológico): en la inspiración el ritmo del corazón es más acelerado y en la espiración más retrasado.

Sonidos anormales

· Sonidos extracardiacos: pulmonares.

· Roces pericárdicos: sonido corto, como crujido, debido a la inflamación de las capas del pericardio.

· Soplos cardiacos:

Funcionales

• Fisiológicos: se producen cuando la sangre adquiere una velocidad superior a la normal pero no por problemas cardiacos (por ejemplo por anemia, hipoxia…); son soplos de baja intensidad. No varían, desaparecen cuando se corrige el problema.

• Inocentes: se producen en animales jóvenes porque a veces las sístoles ventriculares tienen mayor potencia que la capacidad del ventrículo o la salida de las arterias. Es de baja intensidad y puede variar de un día para otro o con la posición del animal; luego desaparece.

Patológicos: cuando la sangre pasa por un conducto estrechado.

• Estenosis valvulares.

• Insuficiencias valvulares.

• Shunts o desvíos anormales intra o extracardiacos.

Clasificación de los soplos cardiacos:

· Según el tiempo respecto al ciclo cardiaco:

Sistólico: cuando coincide con el pulso. Causas: estenosis en la arteria pulmonar o en la aorta, insuficiencia de la mitral o la tricúspide y shunts (interventriculares).

Diastólico: cuando no coincide con el pulso. Causas: estenosis de la mitral o de la tricúspide, insuficiencia de la aorta o pulmonar.

Continuo: en ambos. Causas: conducto arteriovenoso persistente (CAP) (comunicación de la aorta con la pulmonar).

· Según la intensidad:

Débiles	Grado 1/6	Cuesta mucho auscultarlo y es de difícil localización.
	Grado 2/6	Se escucha pero es lejano, débil, como un prolongación del tono cardiaco.
Moderados	Grado 3/6	Depende de la intensidad.
	Grado 4/6	Son difíciles de diferenciar.
Fuertes	Grado 5/6	Cuando palpamos el frémito cardiaco y se escucha bien.
	Grado 6/6	Se puede escuchar incluso separando ligeramente el fonendo de la pared torácica.

MÉTODOS COMPLEMENTARIOS DE EXAMEN CARDIACO. PRUEBAS FUNCIONALES CARDIORRESPIRATORIAS

ELECTROCARDIOGRAMA

Concepto: representación gráfica de la actividad eléctrica del corazón.

Aparato: electrocardiógrafo. Aparato de registro al que se conectan los electrodos, formado por un galvanómetro (registra la actividad eléctrica), un amplificador y un sistema de escritura. El corazón se repolariza y despolariza y luego hay un periodo de descando donde no hay actividad eléctrica. En la despolarización se produce la salida de Na de las células; la actividad eléctrica se produce por la salida y entrada de electrolitos.

Metodología: depende de la posición y del tipo de electrodos. El sistema más utilizado es el que consiste en colocar electrodos en las 4 extremidades: el amarillo en la anterior izquierda, el rojo en la anterior derecha, el verde en la posterior izquierda y el negro en la posterior derecha (no recoge nada, es la toma de tierra). Normalmente se realiza en decúbito lateral derecho (a la hora de la interpretación es importante saber en que posición se ha hecho). En cachorritos se puede hacer cogiéndolos por el pliegue del cuello porque se están quietos. En estación se puede realizar cuando el animal tiene una insuficiencia respiratoria importante y también en rumiantes y caballos. Los electrodos se colocan por encima del codo y la rodilla. Hay distintos tipos de electrodos; para pequeños animales se usan de pinza y para grandes se pueden usar de aguja (intradérmica) o de pinza. Hay que poner gel para mejorar el contacto y rociar con alcohol para eliminar la grasa.

La combinación de electrodos proporciona derivaciones bipolares: I (entre las extremidades anteriores), II (diferencia de potencial entre la extremidad anterior derecha y la posterior izquierda) y III (entre las dos izquierdas) o monopolares que miden la diferencia entre un electrodo y el centro, donde se unen las cargas de los tres: AVR (anterior derecha), AVL (anterior izquierda), AVF (posterior izquierda).

Estado del animal: debe estar en buenas condiciones; si tienen una insuficiencia respiratoria o cardiaca importante es difícil de realizar.

Condiciones de la sala: temperatura adecuada, realización por una persona experta y en el menor tiempo posible.

Papel electrocardiográfico: la imagen más normal es la de la derivación II del ECG de perro a 50mm/s de velocidad (altura 1mm = 0,1 mV y tiempo: 5mm = 0,1 s) y 1cm = 1mV de voltaje. Pueden utilizarse otras velocidades (por ejemplo para separar las ondas y poder medirlas bien) y voltajes.

ONDA P: despolarización auricular (sístole auricular).

• Pequeños animales: positiva, ascenso y descenso uniforme.

• Grandes animales: bifásica o bífida, porque no se contraen al mismo tiempo las dos aurículas.

COMPLEJO QRS: despolarización ventricular; puede no ser completo. Es de poca duración y alto voltaje.

• Q: onda negativa que precede a la positiva.

• R: onda positiva.

• S: onda negativa que va detrás de la positiva.

En pequeños animales y équidos es positiva y es frecuente que falte la onda S (es normal). En vaca y cabra es negativa.

ONDA T: repolarización ventricular. Periodo de reposo. Su amplitud y duración es ligeramente mayor a la de la onda P. No tiene porque ser positiva, puede ser (+), (-) o bifásica (positiva y negativa) sin ser patológico; depende de la posición en la que se encuentre el corazón en el tórax del animal.

INTERVALO PR o PQ: tiempo de conducción aurícula-ventricular; tiempo que se retiene el impulso cardiaco en el nódulo auriculo-ventricular, hasta que empieza el complejo QRS.

INTERVALO QT: sístole ventricular.

SEGMENTO ST: final de la sístole ventricular y comiendo de T. Es isoeléctrico, por lo que en condiciones normales no debe estar ni por encima ni por debajo de esa línea isoeléctrica (periodo de reposos, entre T y P).

Frecuencia cardiaca: a velocidad de 25mm/s, se cuentan los QRS en 15cm (6 s de tiempo) y se multiplica por 10.

Ritmo cardiaco: se calcula midiendo la distancia R-R; las distancias entre los complejos deben ser iguales.

Eje eléctrico cardiaco: medida de la dirección vectorial de la principal actividad eléctrica durante la despolarización ventricular. Se parte de las derivaciones I y III.

Evaluación:

• de izquierda a derecha

• frecuencia cardiaca (contando el número de QRS en 1 minuto)

• eje eléctrico (con derivaciones)

• ritmo (medir R-R)

• altura y anchura de los complejos

• intervalo P-R y Q-T y segmento S-T, ver si es isoeléctrico o no.

EXPLORACIÓN DE VASOS SANGUÍNEOS: ARTERIAS, VENAS Y CAPILARES. PULSO VENOSO.

ARTERIAS

No es necesario explorarlas detenidamente en exámenes rutinarios. Se debe comprobar durante la inspección general si existen pulsaciones visibles. Durante la palpación de las zonas de pulsación, se pueden valorar algunas características del pulso (llenado, celeridad, tensión…). La exploración rectal puede completar la palpación arterial superficial. Al explorar los miembros se realiza la inspección y palpación de arterias carpianas y tarsianas. La auscultación permite apreciar ruidos audibles de las arterias que se producen por:

• variaciones en el calibre arterial (aumento del diámetro en la sístole cardiaca, disminución en caso de estenosis arterial, arteria dilatada debido a un aneurisma…).

• Alteración de la fluidez sanguínea (aumento de la velocidad del flujo debido a hiperhidratación).

Métodos complementarios de exploración:

• Angiografía (radiografía con contraste).

• Ecografía: nos sirve para apreciar dilataciones arteriales, tortuosidades, fístulas arteriovenosas, trombosis y neoplasias.

Arterias explorables mediante la inspección:

• Équidos: arteria carótida y arteria maxilar.

• Bóvidos: arteria carótida y arteria maxilar.

• Pequeños animales: arteria femoral.

Refuerzo de la pulsación arterial: el refuerzo de las pulsaciones se aprecia en la inspección de las arterias de la cara, la parte posterior del tronco, las extremidades y las arterias conjuntivales.

• Refuerzo general: cuando la presión diferencial es grande (aumenta la diferencia entre la presión sistólica y la diastólica). Ej.- insuficiencia aórtica: aumenta la presión arterial sistólica y disminuye la diastólica, por lo que se alejan muchos las dos.

• Refuerzo local: indica un aumento de la resistencia a la circulación por detrás del punto pulsátil. Ej.- trombosis.

Debilitación de la pulsación:

• Hiposistolia: el corazón eyecta hacia la aorta menor volumen de sangre.

• Estenosis aórtica.

• Estenosis periférica.

VENAS

Son los vasos encargados de conducir la sangre de los distintos órganos hasta el corazón; a veces están dotadas de válvulas.

Se exploran de forma similar a las arterias, pero las pulsaciones venosas se ven, pero no se palpan debido a la baja tensión de las paredes de las venas que hace que al palpar desaparezca el pulso. Cuando la pulsación venosa se palpa bien, lo que ocurre es que se ha producido la transmisión de latidos arteriales a la vena que forma el paquete vascular.

Las grandes venas sed examinan mediante palpación haciéndolas rodar entre los dedos. Podemos detectar engrosamientos en su pared, la desplazabilidad de su pared respecto a los tejidos vecinos…

Alteraciones:

• Flebitis: induración inflamatoria limitada a la pared vascular.

• Tromboflebitis: proceso que invade la luz venosa.

• Periflebitis: proceso que afecta a tejidos vecinos que rodean a las venas.

Exploración de grandes venas en ganado vacuno: inspección y palpación.

· Vena mamaria: se localiza en la parte baja del vientre; en vacas lecheras aparece como un cordón retorcido (sinuoso). Debido a su localización bajo el nivel del corazón, aparece siempre moderadamente llena en condiciones normales.

· Vena yugular: está situada a mayor altura que el corazón, por lo que en animales sanos apenas es visible si no se comprime.

Cuando la vena yugular presenta un grosor considerable, está tensa, fluctuante y llena (se ve bien) Proceso patológico:

• Compresión cardiaca: el corazón no puede dilatarse suficientemente durante la diástole (no puede coger toda la sangre que le llega de la aurícula derecha y va quedándose retenida hacia atrás).

• Estrechamiento de la entrada del tórax: procesos tumorales que comprimen la vena.

• Hidrotórax o cualquier otro contenido en la cavidad pleural que comprime, en general, toda la cavidad.

Las fluctuaciones respiratorias de la presión intra-torácica producen aumentos y disminuciones rítmicas del tamaño de la vena yugular: durante la espiración aumenta el tamaño porque se comprime todo y en la inspiración disminuye.

Con el animal en estación, con la cabeza hacia delante, la vena yugular ni se ve ni se palpa salvo que se comprima.

Éxtasis venoso generalizado: se manifiesta mediante la congestión de las mucosas. Causas:

• cardiopatías descompensadas

• aumento de la presión intratorácica o intraabdominal que comprime las cavas.

Trombosis: se produce la repleción distal de la vena afectada. La sangre queda retenida de forma distal al corazón (detrás del trombo).

PULSO VENOSO

Dilatación rítmica de las venas cuando llega la corriente sanguínea retrógada desde el corazón derecho y penetra por las cavas hacia atrás. Se aprecia sobretodo en la vena yugular.

· Pulso venoso negativo: coincide con la sístole auricular y la diástole ventricular. No coincide con el pulso arterial. La sangre refluye por el orificio sin válvulas de la cava y se transmite de forma retrógrada hacia la yugular.

· Pulso venoso positivo: coincide con el pulso arterial y con la sístole ventricular. Es siempre patológico, debido a una insuficiencia de la válvula tricúspide. La sangre del ventrículo derecho refluye hacia la aurícula derecha durante la sístole ventricular, aumentando la tensión auricular durante su diástole, con lo que la sangre fluye por la cava y la yugular se distiende.

Para diferencial el puso venoso positivo de la propagación a la vena yugular de las pulsaciones de la carótida debemos presionar la vena:

• si el pulso desaparece pulso venoso verdadero.

• Si el pulso se aprecia mejor pulso propagado.

Soplos venosos: no tienen significación diagnóstica.

Ruidos masticatorios en las yugulares: se produce en grandes animales, porque la contracción de los músculos masticadores determinan un aumento de la velocidad de la corriente de las venas que desembocan en las yugulares, produciendo ruido al llegar la sangre a las yugulares de la vena cava craneal.

CAPILARES

Son vasos por los que la corriente sanguínea circula regularmente sin pulsaciones. Cuando existen grandes diferencias de presión arterial, la onda pulsátil llega hasta los capilares originando pulso capilar: enrojecimiento rítmico de las mucosas debido al refuerzo del puso arterial con el que coincide.

Capilares explorables:

• conjuntiva ocular

• mucosa bucal

• prepucio y vagina

La observación de la piel y las mucosas permite detectar alteraciones a nivel de la circulación capilar: enrojecimiento, calor, petequias, etc. Esta observación permite valorar el nivel de saturación de oxígeno de la sangre, ya que la hemoglobina reducida es algo más azulada que la oxigenada (en casos muy extremos hay cianosis).

Tiempo de llenado capilar

Se invierte hacia arriba el labio superior (también se puede realizar en la encía) y se presiona con los dedos sobre la mucosa sin pigmentar; en condiciones normales, la sangre vuelve a ocupar la zona presionada en unos 2s. Este tiempo aumenta en caso de debilidad circulatoria o hipotensión y disminuye en caso de hipertensión.

· Realmente lo que exploramos son arteriolas y vénulas, porque los capilares son microscópicos:

• Arteriolas repletas, inyectadas en sangre inflamación (Ej.- a nivel ocular).

• Estiramiento y retorcimiento rítmico de las arteriolas hipertensión (se ve sobretodo en el ojo).

• Llenado excesivo de las vénulas obstáculos en la evacuación sanguínea hacia el corazón.

• Vasos poco llenos anemia (mucosas pálidas).

ANORMALIDADES DEL ELECTROCARDIOGRAMA

· Agrandamiento de la Aurícula izquierda: onda P más ancha.

· Agrandamiento del Ventrículo izquierdo:

• eje eléctrico desviado hacia la izquierda

• S-T deprimido

• QRS de mayor duración

• P de menor amplitud

· Agrandamiento de la Aurícula derecha: onda P más alta, mayor voltaje del considerado normal.

· Agrandamiento del Ventrículo derecho:

• eje eléctrico desviado hacia la derecha

• onda S

IMAGEN RADIOGRÁFICA NORMAL

Tamaño (vista lateral)

· Razas de tórax longilíneo (setter, lebrel, collie): silueta vertical y estrecha, con un diámetro craneocaudal menor a 2,5 espacios intercostales. El ángulo entre la tráquea y la columna vertebral está claramente abierto (aproximadamente 45º).

· Razas de tórax brevilíneo (bulldog, mastín): silueta redondeada, con un contacto esternal aumentado. Diámetro craneocaudal menor de 3,5 espacios intercostales. El ángulo entre la tráquea y la columna vertebral está claramente cerado (15-20º).

· Razas de tórax mediolíneo (pastor alemán, boxer): contacto esternal y posición traqueal intermedios, así como un diámetro craneocaudal menor de 3 espacios intercostales.

• Se mide la distancia desde la bifurcación de la tráquea hasta el ápex cardíaco.

• Se mide cuántas vértebras ocupan esa distancia (contacto desde la T4).

• Se mide el máximo ancho del corazón en la perpendicular a la medida anterior.

• La suma debe ser inferior a 10,5 vértebras.

Vista dorsoventral: en su punto más ancho ocupa como máximo los 2/3 de la cavidad torácica.

Vista lateral: en el borde craneal están el corazón derecho y los grandes vasos. En el borde caudal está el corazón izquierdo.

Vista dorsoventral: en la zona craneal están los atrios y vasos gruesos. En la zona caudal están los ventrículos.

IMAGEN RADIOGRÁFICA DE CARDIOPATÍA DERECHA

IMAGEN LATERAL:

· Aurícula: desplazamiento craneal del borde cardíaco craneal. Elevación de la tráquea.

· Ventrículo: redondeamiento del borde cardíaco craneal. Área de contacto entre el corazón y el esternón aumentada.

IMAGEN DORSOVENTRAL:

· Aurícula: dilatación entre las 9 y las 11.

· Ventrículo: disminución de la distancia entre el corazón y la pared torácica derecha. Ápex desplazado hacia la izquierda D invertida.

IMAGEN RADIOGRÁFICA DE CARDIOPATÍA IZQUIERDA

IMAGEN LATERAL:

· Aurícula: elevación de la parte distal de la tráquea. Imagen ovoidea o triangular detrás de la bifurcación traqueo-bronquial.

· Ventrículo: tráquea paralela a la columna vertebral. Enderezamiento del borde cardíaco caudal.

IMAGEN DORSOVENTRAL:

· Aurícula: dilatación entre las 2 y las 3.

· Ventrículo: disminución de la distancia entre el corazón y la pared torácica izquierda. Borde cardíaco izquierdo redondeado y ápex también redondeado.

EXAMEN ECOCARDIOGRÁFICO

Imagen bidimensional (2D, 2B, B): reconstruye el corazón en dos dimensiones, al ser cortado por un haz de ultrasonidos en forma de plano (barrido automático o cíclico). Hace cortes longitudinales o transversales para ver el interior. Se pone la sonda ecocardiográfica en la pared costal. De esta forma se pueden visualizar las estructuras cardíacas y se consigue una apreciación visual de la contractibilidad cardiaca. Modo tiempo-movimiento (TM) contro y orientación del haz.

Imagen tiempo-movimiento: reconstruye el corazón en esa dimensión al usar un haz lineal de ultrasonidos. Se consiguen mediciones del tamaño de las estructuras y cavidades. Podemos evaluar la contractibilidad cardiaca; las válvulas se abren, se cierran, se abren, se cierran y quedan cerradas; la mitral se cierra en sístole y se abre en diástole. La de abajo es la válvula parietal y la de arriba la mitral.

PULSO ARTERIAL

Durante la sístole la sangre es impulsada hacia la aorta, que tiene unas paredes muy elásticas y se puede distender bastante para coger esta sangre; cuando el ventrículo izquierdo finaliza la expulsión de la sangre, la aorta se contrae impulsando la sangre hacia delante en el árbol arterial, generando así la pulsación arterial.

Se debe tomar el pulso siempre en la misma arteria y cada especie animal, porque la información obtenida de arterias distintas (que están a distinta distancia del corazón) no es comparable.

Se recomienda tomar el pulso después de haber realizado la exploración de la cabeza, porque el animal estará menos nervioso ya que ya habrá tomado contacto con nosotros.

El pulso se toma con tres dedos: índice, corazón y anula. Hay que comprimir la arteria contra un plano óseo.

Se debe tomar el pulso durante al menos 30s; si el pulso es muy arrítmico, durante un minuto completo.

Équidos	Arteria maxilar externa
Bóvidos	Arteria maxilar externa (1ª opción) Arteria radial Arteria safena
Pequeños animales	Arteria femoral
Cerdos	Arteria coxígea ventral
Aves	Es muy difícil tomar el pulso

CARACTERÍSTICAS DEL PULSO

1.- Frecuencia: número de pulsaciones por minuto. Depende de la formación del estímulo en el nódulo sinusal y, por tanto, de la correspondiente contracción cardiaca. Está influida por diversos factores: edad, raza, sexo, especie… En condiciones fisiológicas, los animales jóvenes de una misma raza suelen presentar mayor frecuencia de pulso de los adultos. Animales de razas pequeñas tienen mayor frecuencia que los de razas grandes.

· Aumentada sin problemas patológicos: gestación, excitación nerviosa (psíquica), aumento de la T ª ambiente, ejercicio físico intenso, periodos de digestión activa…

	Pulsaciones/minuto
Équidos	30-40 (potros: hasta 80)
Bovinos	60-80
Ovino y Caprino	70-80
Porcino	60-80
Canino	60-140
Felino	150-230

· Taquicardia: aumento de la frecuencia cardiaca. En condiciones patológicas puede aparecer en caso de:

• Fiebre: por excitación simpática y por la acción directa del calor y de las toxinas sobre el miocardio.

• Hiposistolia: por falta de fuerza del corazón para mantener el volumen de sangre en cada latido.

• Endocarditis, Miocarditis y Pericarditis: debido a que van acompañadas de hiposistolia.

• Inflamaciones localizadas o difusas: porque producen dolor, lo que va a hacer que se produzca una excitación simpática y también por la absorción de catabolitos y toxinas en el foco inflamatorio.

• Por inhibición vagal: suele ser poco frecuente en condiciones naturales; suele acompañar a enfermedades cerebrales como meningoencefalitis y también en casos de intoxicación por atropina.

· Bradicardia fisiológica: en animales entrenados. Ej.- caballo de carreras o galgos de canódromo.

· Bradicardia patológica: disminución del número de pulsaciones/minuto debido a:

• Excitación vagal directa o refleja: puede ocurrir cuando aumenta la presión sanguínea en el encéfalo (tumores, aneurismas, hidrocefalia…).

• Utilización del torcedor de labio o de oreja: porque se excitan las ramas del trigémino.

• Compresión de los globos oculares: por activación del reflejo oculo-cardiaco.

• Estimulación de las serosas: por vía refleja, por estimulación del vago.

• Convalecencia de procesos graves (como infecciones): porque disminuye la excitabilidad del nódulo sinusal y se reduce la conductibilidad cardiaca.

2.- Ritmo del pulso: en condiciones normales las pulsaciones van a ser iguales en duración y se van a producir a intervalos iguales entre sí. Hablamos de un pulso rítmico e igual.

%Pulso arrítmico: se produce cuando los intervalos entre pulsaciones son distintos.

· Arritmia respiratoria: fisiológica; es frecuente sobretodo en el perro. Se debe a cambios en la presión de la cavidad torácica durante los movimientos respiratorios.

· Pulso irregular patológico: puede deberse a:

• Formación irregular de los estímulos en el nódulo sinusal Arritmia sinusal.

• Trastornos en la transmisión de los estímulos Bloqueo.

• Formación anómala de los estímulos (ya no se forman en el nódulo sinusal) Extrasístole.

Bloqueo de primer grado: bastante difícil de detectar a nivel del pulso.

Bloqueo de 2º grado: se produce cuando después de una serie de pulsaciones con intervalos regulares, llega un momento en que se va retrasando cada vez más la llegada del estímulo desde el nódulo sinusal al atrio ventricular; hasta que llega un momento en el que deja de llegar ese estímulo por lo que falta una pulsación. Despendiendo de cada cuantas pulsaciones falte una, será un bloqueo: bigémino, trigémino, cuadrigémino.

Bloqueo total o de 3er grado: el nódulo atrioventricular está totalmente aislado del nódulo sinusal y se contrae con ritmo propio; no depende del estímulo que le llega desde el sinusal.

En ocasiones los fenómenos de arritmias sustituyen el ritmo normal del corazón; pero cuando estos fenómenos arrítmicos guardan a su vez ritmo propio, hablamos de Alorritmia (es una arritmia rítmica); puede ser bigémino, trigémino… Ej.- una pulsación 1 parada 2 pulsaciones 1 parada…

Igualdad del pulso: comparación de las pulsaciones en cuanto a su intensidad. Normalmente el pulso es desigual en cualquier tipo de arritmia, porque las pulsaciones arrítmicas suelen ser menos intensas, mientas que después de largas pausas el pulso es más fuerte.

Pulso alternante: una pulsación fuerte y otra débil. Suele acompañar a las miocarditis de mal pronóstico.

Pulso diferente: se producen dos pulsaciones de distinta intensidad en dos puntos situados a la misma distancia del corazón.

Extrasístole: se aprecian dos pulsaciones seguidas y a continuación una pausa compensadora.

NATURALEZA DE LA PULSACIÓN

Tensión

Nos informa de la presión arterial diastólica; esta tensión depende del tono vascular. Para determinar la tensión del pulso hay que comprimir la arteria con el dedo proximal al corazón hasta dejar de notar el pulso en el distal; entonces, en función de la fuerza que tengamos que hacer, hablamos de pulso:

• Tenso o duro: resistencias periféricas aumentadas sin que disminuya la actividad cardíaca. Ej.- espasmo vascular por tétanos; hipertensión nefrógena…

• Hipotenso o blando: debido a hipotensión vascular, hiposistolia, anemias graves…

Energía

Intensidad o fuerza del pulso. Depende de la tensión y del volumen sistólico. Está determinada por el choque máximo que apreciamos al comprimir la arteria con el dedo situado distalmente al corazón y palpando con el proximal. En función de la energía, el pulso puede ser:

• Fuerte, enérgico o intenso: cuando la acción cardiaca está reforzada, la tensión arterial es normal y el llenado (repleción) del corazón es bueno.

• Débil: debido a hiposistolia, parálisis vasomotora, hipovolemia (grandes pérdidas de sangre)…

Amplitud

Nos indica la altura que alcanza la onda pulsátil. Depende de la diferencia entre la presión arterial sistólica y la diastólica. Se debe a la propagación, a lo largo de las paredes arteriales, de la dilatación del bulbo aórtico en cada sístole.

• Pulso amplio: cuando se marcan mucho las pulsaciones; suele aparecer en caso de hipertrofia del ventrículo izquierdo y en la relajación de las paredes arteriales.

• Pulso pequeño: en caso de hiposistolia o adiastolia (falta de llenado - repleción - cardiaco).

Repleción

Es una sensación que se aprecia al hacer rodar la arteria bajo los dedos. Depende del volumen de sangre impulsada por el corazón hasta las arterias en cada contracción y de la actividad de los nervios vasomotores.

• Pulso lleno o repleto: la acción cardiaca es intensa y la tensión arterial se mantiene. Suele acompañar a enfermedades febriles y endocarditis agudas.

• Pulso vacuo: cuando el animal presenta hiposistolia, hipotensión, caquexia, anemia…; el volumen de sangre impulsado en cada latido es menor al normal.

Celeridad

Rapidez con que aparece y desaparece la pulsación.

• Pulso célere o saltón: es muy rápido y alto; aparece cuando se produce una alteración importante y de forma brusca en la presión arterial; puede acompañar por ejemplo a una insuficiencia aórtica, hipotensión…

• Pulso tardo: se eleva poco y dura bastante. Ej.- estenosis aórtica.

EXPLORACIÓN DEL APARATO DIGESTIVO. PARADIGMA ABDOMINAL.

Paradigma abdominal:

· Región craneal del abdomen:

- sub-región hipocóndrica (cartílagos costales abdominales)

- sub-región xifoidea (esternal)

· Región media del abdomen:

- sub-región lateral (fosa paralumbar o del ijar y pliegue de la rodilla)

- sub-región umbilical

· Región caudal del abdomen:

- sub-región inguinal

- sub-región púbica

Hay un paradigma general (decúbito supino) y los dos paradigmas laterales, distintos según la especie:

• Équidos: única especie en la que se puede explorar el bazo (lado izquierdo).

• Perro: aprende a hacer su paradigma.

• Rumiantes: paradigma abdominal complejo, sobretodo por el lado derecho donde se amontonan las vísceras (abomaso, omaso, retículo, hígado, ciego, colon, intestino delgado); en el lado izquierdo se encuentra el rumen.

• Cerdo: hígado, estómago, intestino delgado, intestino grueso.

Estas representaciones son aproximadas, nunca exactas. Hay que tener en cuenta además que las vísceras se superponen.

- Exploración abdominal en monogástricos -

1.- INSPECCIÓN

Observación de ambos lados en oblicuo desde delante, detrás y arriba mientras el animal está en pie, para ver el volumen, la forma, movimientos… Poniendo al animal en diferentes posiciones: decúbito lateral izquierdo, decúbito lateral derecho, elevar las extremidades anteriores, elevar las extremidades posteriores (ver si la altura se modifica o no al realizar estos movimientos)… podemos ver modificaciones de la forma abdominal (sólo en pequeños animales).

Ejemplo: ascitis en perro.- fosas paralumbares hundidas, parte central distendida; en decúbito lateral la fosa paralumbar desaparece y el abdomen aparece redondeado; al levantar la extremidad anterior la parte posterior del abdomen se dilata.

2.- PALPACIÓN

· Palpación superficial: para determinar la temperatura de la piel o de la zona y para valorar la sensibilidad superficial.

· Palpación profunda: para palpar las vísceras y valorar su consistencia, sensibilidad o dolor, modificaciones del contenido…

Formas:

• En grandes animales: en estación.

• En pequeños animales: en estación o en decúbito lateral derecho o izquierdo.

En pequeños animales:

• Estómago de los carnívoros: en posición de perro sentado o con las extremidades anteriores levantadas. Se palpará desde detrás, metiendo los dedos por la zona próxima al xifoides.

• Intestino: se palpa desde la estación o decúbito lateral deslizando las asas intestinales entre los dedos, haciendo pinza con la mano tocando la base de las vértebras; ir bajando poco a poco. Notar la consistencia, presión, contenido, sensibilidad y posibles cuerpos extraños. En perros grandes palpamos la zona más ventral colocando una mano por cada lado del abdomen.

• Riñón: la palpación renal se realiza desde atrás introduciendo los dedos debajo de las arcadas costales (detrás de la última costilla), justo debajo de las apófisis transversas vertebrales; con el animal en pie o sentado.

• Hígado: se palpa mejor en decúbito lateral izquierdo introduciendo los dedos debajo de la última costilla derecha en dirección craneal.

En grandes animales:

• La palpación de todo el abdomen se realiza con el puño, deprimiendo lo más posible, buscando sensibilidad y consistencia.

• En rumiantes, la palpación ruminal se realiza con el puño para determinar su consistencia; el cuajar (abomaso) se palpa desde abajo (parte ventral del abdomen, con todas las vísceras encima) aplicando la rodilla (ayudarnos de puño + rodilla) en los grandes.

3.- AUSCULTACIÓN

Determina la percepción de los sonidos intestinales (borborigmos) generados por el desplazamiento de los sólidos, líquidos y gases impulsados por los movimientos peristálticos (sonido hidroaéreo de tránsito alimenticio). Normalmente se producen 3-4 borborigmos/minuto; en équidos suelen producirse 6-12 borborigmos/minuto y en rumiantes 2-3 borborigmos/minuto.

En rumiantes, además, se puede escuchar el ciclo de movimientos rumino-reticulares (ver si están alterados):

• Sonido de fermentación: sonidos más o menos continuos. Corresponden a las burbujas que se producen en la fermentación en el rumen y que ascienden a su parte superior. Puede desaparecer si las bacterias no contactan con el alimento (para ello se necesita el movimiento de mezcla).

• Sonido de mezcla: movimientos para que las bacterias contacten con el alimento. Se escucha mejor en la fosa paralumbar izquierda. Se producen dos movimientos cada 3 minutos aproximadamente.

Escucharemos un burbujeo constante y cada cierto tiempo un rugido intenso (sonido de mezcla), partículas chocando con las papilas del rumen.

Si un animal lleva más de 10 horas sin comer, se produce un movimiento cada 1,5-2 minutos; si hace poco que ha comido se produce un movimiento cada 30 s. Por lo tanto, el tiempo mínimo de auscultación es de 30 segundos.

· Forma de auscultar:

• Directamente, colocando el oído en el flanco del animal. Colocar un paño húmedo sobre el animal para evitar el ruido producido por los pelos.

• Mediante fonendoscopio, apretado contra el animal para evitar el rozamiento con el pelo.

4.- PERCUSIÓN

• Digito-digital en pequeños animales.

• Martillo percutor y plexímetro en grandes animales.

1.- Percusión superficial o topográfica: determina la topografía de las vísceras abdominales, para diferenciar unas vísceras de otras o para determinar las distintas partes de las vísceras.

· Sonido subtimpánico - claro, en vísceras huecas con contenido gaseoso como el pulmón…

· Sonido submate/mate, en vísceras parenquimatosas (hígado) o huecas llenas de líquidos o sólidos (omaso, abomaso, parte inferior del rumen).

2.- Percusión profunda: determinación de variaciones patológicas por modificación de los sonidos normales.

5.- EXPLORACIÓN ABDOMINAL INTERNA

Palpación de los órganos abdominales desde el interior, a través del recto:

· Introducción de la mano y brazo.- en équidos, bovinos y cerdos grandes (> 150 kg).

· Introducción de un dedo.- en pequeños animales (pequeños rumiantes y carnívoros).

6.- MÉTODOS COMPLEMENTAREIOS

• Punción: de determinado órganos y vísceras huecas para obtener contenido o para valorar la consistencia del contenido o su naturaleza.

• Sondaje esofágico: frecuente en rumiantes para evacuar gas o para extraer jugo ruminal.

• Radiología: sobre todo en pequeños animales.

• Endoscopia: esofagoscopia (por la boca), colonoscopia (por el recto).

• Laparoscopia: introducir el endoscopio por un orificio realizado en la pared abdominal (< 1 cm). De esta forma se pueden ver las vísceras por el peritoneo; la técnica es invasiva y requiere anestesia general del paciente. Observación de las vísceras. Requiere anestesia general en pequeños animales.

• Ecografía: para vísceras parenquimatosas (hígado, bazo) y también para intestino (poco fiable debido a su contenido en gases).

• Laparotomía exploratoria: observación directa de las vísceras abdominales.

- Semiología de la exploración abdominal en monogástricos -

1.- ALTERACIONES A LA INSPECCIÓN

· Aumento de volumen fisiológico en hembras gestantes (en el último tercio de la gestación - en yeguas se observa poco, se observa más en multíparas) y en obesidad.

· Aumento patológico:

• No modificables con la posición del animal (se observan mejor en pequeños animales): sobrecarga gaseosa gástrica, meteorismo (gas en el ciego de équidos), acúmulo de sólidos intestinales (coprostasis), colecciones líquidas o pastosas embolsadas (serosa, absceso), hepatomegalia, neoplasias, aumento del tamaño del riñón (degeneración, inflamación, tumor, hidronefrosis).

• Modificables con la posición del animal: piómetra (colección de pus en el interior de útero, es más frecuente en perras y gatas), hidroamnios / hidroalantoides (hipertrofia de líquidos fetales con producción exagerada y patológica), repleción de la vejiga urinaria, ascitis (ensillamiento dorsal y hundimiento de las fosas paralumbares).

· Disminución patológica:

• Inanición: por una enfermedad directa o indirectamente relacionada con el aparato digestivo.

• Caquexia: por enfermedad.

• Dolor abdominal (cólico, peritonitis…): se produce contracción de los músculos abdominales e inhibición del peristaltismo para bloquear el tubo digestivo y evitar el roce.

2.- ALTERACIONES A LA PALPACIÓN

· Aumento de la tensión abdominal: al palpar tenemos que realizar una fuerza mayor a la normal para deprimir las capas abdominales por motivos patológicos en el interior.

• Distensión gástrica (por gases, líquidos o sólidos).

• Distensión intestinal (por gases, líquidos o sólidos).

• Peritonitis exudativa.

• Ascitis.

· Aumento de la sensibilidad (defensa muscular): al poner los dedos en la pared abdominal el animal tensa los músculos abdominales y podemos palpar. Es un mecanismo reflejo para evitar el dolor o por defensa muscular (cuando no está acostrumbrado a la exploración).

• Estímulos defensivos (miedo): sobretodo en équidos y perros de pequeño tamaño.

• Alteraciones inflamatorias de la piel en esa zona.

• Procesos inflamatorios internos (cuando incidimos en la zona dolorida): gastritis, enteritis, pancreatitis, peritonitis, hepatitis.

· Sucusión: combinación de palpación y presión. Realizar una palpación-presión constante para generar una “ola” en el interior con el líquido y se genere el “chapoteo”, que se nota por palpación-auscultación. Cuando hay fluctuación (sensación de ola) será debido a colecciones líquidas. Se usa en hembras gestantes, sobretodo de équidos y bóvidos, en la zona abdominal posterior, para valorar gestaciones avanzadas. Si el feto se mueve sabremos que sigue vivo.

· Riñones ptosicos: en gatos y conejos no es patológico. Se modifica su situación porque su nexo está muy alongado.

· Palpación dolorosa:

• Zona xifoidea: gastritis; pancreatitis, cuando el dolor es importante se produce un “abdomen en tabla” (defensa muscular muy importante, gran tensión).

• Hipocondrio derecho (línea de la última costilla derecha): hepatitis.

• Región media del abdomen: enteritis.

• Subregiones laterales: nefritis; peritonitis focal.

• Subregión púbica: cistitis; algunos procesos en útero.

Es posible palpar cuerpos extraños, intususcepciones (invaginación de una parte de intestino en otra; sensación de cilindro duro muy doloroso) y acúmulos fecales en animales pequeños.

3.- ALTERACIONES DE LA PERCUSIÓN

· Submate/mate:

• Plenitud sólida o líquida gástrica (sonido normal ± claro).

• Sobrecargas intestinales.

• Ascitis.

• Colecciones líquidas circunscritas.

• Aumento de la proyección de vísceras parenquimatosas: hepatomegalia (en principio en la zona derecha), esplenomegalia (zona izquierda)…

· Claro/hipersonoro y Timpánico/metálico: por un aumento de gas.

• Dilatación gaseosa gástrica por aerofagia, alimentos en mal estado que fermentan o impedimento en la eruptación.

• Dilatación gaseosa intestinal por obstrucción, disviosis…

• Peritonitis gaseosa.

• Bolsa gaseosa circunscrita (anaerobiosis).

Se produce distinto sonido en función de la presión a la que esté el gas:

• Claro: el gas no está a presión, hay algún escape.

• Hipersonoro: cierta presión.

• Timpánico

• Metálico: máxima presión, como un balón de baloncesto bien hinchado.

Cuando se produce un sonido submate en unas zonas e hipersonoro en otras, será debido a zonas de coprostasis (retención fecal), ya que entre las zonas obstruidas se produce gas.

4.- ALTERACIONES DE LA AUSCULTACIÓN

· Aumento del peristaltismo por estimulación del nervio vago:

• Vagotonías (estímulos importantes del nervio vago, por ejemplo por estrés, medicamentos, etc.).

• Gastritis leves (estimulación del nervio para evacuar contenido).

• Enteritis.

• Purgantes (irritan la mucosa gastrointestinal y de forma refleja provocan aumento de la motilidad).

• Estímulos psíquicos (miedo).

• Alimentos fríos (falta de irrigación local proceso inflamatorio leve), poco digestibles o alterados (irritación de las terminaciones nerviosas intestinales).

· Disminución del peristaltismo:

• Paresia ¿causas?

• Constipación

• Peritonitis difusa

• Cólico espasmódico

• Antimuscarínicos (anticolinérgicos, parasimpaticolíticos)

• Alteraciones en SNC

• Alimentos secos o concentrados

• Obstrucción intestinal

· Obstrucción/oclusión:

• Obstrucción mecánica por un cuerpo extraño, neoplasia (en el interior), retención fecal, alteraciones externas como un tumor, absceso, zona inflamada…

• Obstrucción funcional: de forma anatómica no se produce oclusión del tránsito, pero se produce una parálisis (espasmo intestinal, parálisis de un tramo).

Al inicio de una obstrucción puede ocurrir que en la parte anterior se produzca un aumento del peristaltismo para intentar empujar ese cuerpo extraño; en la parte posterior normalmente existe ausencia del peristaltismo. Es difícil de valorar. Al cabo de un tiempo se produce una fatiga intestinal de esa zona anterior y se produce inhibición de todo el peristaltismo.

5.- PRUEBAS COMPLEMENTARIAS

· Radiología abdominal: es bastante importante para la exploración abdominal. Podemos ver cuerpos extraños, estasis fecales, neoplasias, pólipos, úlceras (con doble contraste), estenosis pilórica funcional (no se abre bien el píloro) o mecánica (por un cuerpo extraño, hiperplasias…), hepatomegalia, cirrosis, esplenomegalia…

· Ecografía: sobretodo para los trastornos en vísceras parenquimatosos, por ejemplo engrosamiento de la pared intestinal (inflamación), hepatomegalia, cirrosis, alteración en las vías biliares, esplenomegalia, neoplasias (ganglios mesentéricos por ejemplo)…

· Fibroendoscopia: consiste en meter un tubo por la boca o por el recto (colonoscopia). Se ve directamente. Requiere anestesia y la longitud es limitada. Con esta técnica se pueden ver alteraciones esofágicas, gástricas, duodenales, cuerpos extraños, úlceras, colitis, neoplasias…

· Laparoscopia/Laparotomía: hacer una pequeña incisión de ± 1cm e introducir un tubo para poder observar todas las vísceras abdominales. El tubo emite luz en el extremo axial y tiene una pequeña cámara.

- Exploración abdominal en poligástricos -

En los rumiantes la funcionalidad de sus preestómagos está regulada por el nervio vago, que tiene dos ramas, sensitiva y motora. El nervio vago se divide en:

• Rama dorsal, que inerva al rumen.

• Rama ventral (en el esófago), que inerva el retículo, omaso y abomaso.

Las alteraciones en el nervio vago provocan inicialmente una alteración motora y secundariamente bioquímica, porque no hay un movimiento adecuado de estos preestómagos.

La saliva de los rumiantes no tiene enzimas, por lo que la digestión comienza en los preestómagos. Sólo han glándulas en el cuajar (abomaso); la digestión previa al cuajar es de tipo bacteriano (fermentativo) y supone un aporte de vitaminas, sobretodo B y K.

Rumen

1.- INSPECCIÓN: desde el flanco izquierdo; podemos detectar plenitud y los movimientos de la fosa paralumbar izquierda. El hemiabdomen izquierdo está ocupado en un 90% por el rumen, una pequeña porción es ocupada por el retículo y el resto son vísceras. Debe inspeccionarse de forma oblicua, desde atrás y por la izquierda.

En condiciones normales el rumen se tiene que mover; existen dos tipos de movimientos:

• Cíclicos aparecen aproximadamente 2 cada 3 minutos y coinciden con el ciclo retículo-ruminal, con la mezcla de los alimentos en el interior. Es más o menos acelerado según el tipo de contenido: cuando es más fibroso el número de movimientos aumenta, pero cuando es más denso, más espeso o la cantidad de agua es escasa, el número de movimientos disminuye; también aumentan los movimientos después de la ingesta y disminuyen a medida que se separan de la ingesta, llegando a cesas si pasan más de 24-36 horas sin comer.

2.- PALPACIÓN

· Superficial: sirve para determinar la T ª (con el dorso de la mano), sensibilidad y movimientos de ese hemiabdomen (colocar la palma de la mano sobre la fosa paralumbar izquierda y esperar a que se produzca un ciclo).

· Profunda: se realiza sobretodo en grandes rumiantes y se hace con el puño para intentar deprimir el contenido ruminal y valorar su consistencia. Se perciben distintas consistencias según el lugar:

• Tercio superior: consistencia elástica; la pared se deprime con facilidad.

• Tercio medio: hay sustancias fibrosas en flotación y la consistencia es pastosa; hay que hacer más presión porque se deprime con un poco más de dificultad.

• Tercio inferior: consistencia desde fluctuante (cuando hay mucho contenido líquido) hasta pastosa o harinosa (si tiene mucho concentrado); es una zona mucho más densa.

También nos sirve para valorar la sensibilidad, es decir, el dolor que pueda manifestar el animal.

3.- AUSCULTACIÓN: auscultar todo el flanco izquierdo, sobre todo el centro del abdomen (saco ventral) y la fosa paralumbar. Se debe comprimir el fonendoscopio sobre la superficie del animal para evitar ruidos parásitos (roce de los pelos, etc.).

· Sonidos característicos:

• De chisporreteo o crepitación: burbujas de gas que se forman en la parte inferior y media del rumen y se van rompiendo y ascendiendo a la parte superior.

• De tormenta, de rodar de cantos por una pendiente: coincide con el movimiento que palpamos. Roce de las partículas con las papilas ruminales que se produce ± cada minuto. El otro sonido queda en un segundo plano.

Intensidad: depende del contenido ruminal; si el contenido es muy líquido el sonido será de baja intensidad; si contiene forraje seco lignificado, la intensidad será mayor.

Frecuencia: 2-3 movimientos cada 2 minutos. Es muy variable dependiendo del contenido y del tiempo que haya pasado desde la última ingesta (aumenta tras la ingestión y cesa con un ayuno de 48 horas).

4.- PERCUSIÓN

· Superficial: sirve para delimitar la topografía de las vísceras.

• Tercio superior: sonido timpánico o subtimpánico por el gas acumulado.

• Tercio medio: sonido submate.

• Tercio interior: sonido mate por líquidos y sólidos apelmazados en esa zona.

· Profunda: permite detectar cambios de sonido patológicos y sensibilidad de la zona.

Retículo

1.- INSPECCIÓN: no accesible.

2.- PALPACIÓN: no accesible.

3.- AUSCULTACIÓN: poco importante. Si el rumen no funciona, el retículo tampoco y viceversa. El difícil porque por un lado están los sonidos del rumen y por el otro los del corazón.

4.- PERCUSIÓN SONORA: sonido submate/mate, entre la 6ª y 8ª costillas. Primero se oye un sonido mate que corresponde con el corazón, luego submate que corresponde con el retículo y después se encuentra el saco ventral del rumen que es difícil de diferenciar del retículo.

5.- Reticulitis traumática por cuerpos extraños ingeridos debido a que su boca tiene papilas muy gruesas, con muy poca selección de los alimentos. Cuando tenemos indicios de que existe un trastorno de este tipo se realizan unas pruebas complementarias del retículo: PRUEBAS DEL DOLOR, que provocan un aumento de la presión abdominal externa de forma que, si es retículo está afectado, le producirán dolor.

• Toma del lomo: coger un pliegue de piel justo por detrás de la cruz y comprimir fuertemente esa zona; al comprimir la piel se produce un reflejo que hace que se estire todo el dorso, de modo que aumenta la presión intraabdominal. Si esperamos al final de la inspiración (cuando la caja torácica está más llena) y hacemos la prueba, el animal emitirá un quejido si tiene alguna alteración.

• Prueba del bastón: se usa un palo redondo que se coloca al final del esternón, en la apófisis xifoides, y se coloca un explorador a cada lado; se levanta el bastón lentamente y finalmente se deja caer de golpe. Se eleva la zona visceral y al dejar que caiga de golpe, el retículo caerá sobre la pared abdominal. La prueba se repite desde la zona xifoidea hasta el ombligo. Se ve si genera dolor. En ocasiones simplemente con presionar el animal ya se queja.

• Percusión con martillo pesado: se usa un martillo grande con los extremos blandos para que el propio martillo no genere dolor; el ideal es un mazo de goma que se usa para clavar piquetas en camping, de unos 350 g, lo suficientemente ancho y pesado. Si no tenemos nada de esto, se puede hacer con el canto de la mano, colocándonos de espaldas al animal, con nuestra mano a modo de martillo.

• Palpación dolorosa: comenzar por las partes laterales y llegar a palpar justo detrás de la apófisis xifoides. Si coincide al final de la inspiración, el animal emitirá un quejido. ¡Cuidado! Cuando le duele nos puede cocear.

• Prueba de zona o del dolor referido: en el retículo hay unos nervios sensitivos que se comparten con la zona de piel escapular; si estimulamos las terminaciones superficiales de la zona escapular, también se estimulan las del retículo. Pasar la mano o el martillo fuertemente a contrapelo o ir cogiendo mechones de pelo y tirar. En condiciones normales el animal no responde, aunque puede estar más o menos molesto. Si hay reticulitis emitirá quejidos.

OTRAS PRUEBAS:

• Ferroscopia: detector de metales. Se usa porque más del 90% de los cuerpos extraños van a ser metálicos, normalmente de hierro. Puede dar falsos positivos porque muchos animales tienen cuerpos extraños en la base del rumen que no ocasionan alteraciones.

• Radiografía

• Ecografía (en pequeños rumiantes).

• Subir y bajar una pendiente: el animal sube con facilidad, pero cuando se le gira y tiene que bajar rehúsa a hacerlo porque las vísceras irán hacia craneal y le producirá dolor.

• Animal echado: produce quejidos porque su propio peso comprime el retículo.

• Laparoscopia: observar la serosa del retículo.

• Palpación del retículo desde el rumen: laparotomía en la fosa paralumbar izquierda. Es más difícil.

Omaso

1.- INSPECCIÓN: no accesible.

2.- PALPACIÓN: difícil porque está bajo las arcadas costales derechas.

3.- AUSCULTACIÓN: nos da pocos datos.

4.- PERCUSIÓN SONORA: sonido submate que se escucha entre los espacios intercostales 6º y 11º. En la zona anterior el sonido será más claro porque está el pulmón y por detrás está el intestino que también tendrá un sonido submate/claro (por el gas). El límite superior es el hígado (sonido mate) y por la parte inferior se encuentra el abomaso que es difícil de diferenciar.

5.- PALPACIÓN PROFUNDA: nos da algo de información.

6.- PRUEBAS COMPLEMENTARIAS

• Prueba Slalina-Gdovin: la gotera esofágica se abre/cierra dependiendo del alimento. Si cerramos la gotera esofágica por acción química, los líquidos que administremos pasarán directamente a omaso y abomaso. Administramos una sustancia que cierre la gotera esofágica (sulfato de cobre piedralipe, unos 2 g triturados, con 1-1,5 L de agua) por vía oral mediante botella o con una pequeña sonda que quede en el esófago. Se cierra la gotera esofágica y a los 4-5min administramos un líquido coloreado de la misma forma. A los 3-4min hacemos una punción de abomaso y valoramos lo que ahí existe. Si recogemos un líquido coloreado, la funcionalidad del omaso es adecuada y la prueba es positiva. Si no recogemos nada, no hay tránsito o funcionalidad de omaso y debemos pensar en una obstrucción o sobrecarga de omaso.

• Punción de omaso: en su punto medio (línea del 9º espacio intercostal), con un trocar largo de unos 12cm de longitud y 2-3mm de diámetro. En condiciones normales el trocar hará círculos de izquierda a derecha; pero si existe parálisis del órgano, sólo se moverá de delante atrás coincidiendo con la respiración.

• Laparoscopia / Laparotomía: desde la fosa paralumbar derecha. En la laparotomía la palpación se puede realizar desde el rumen o desde el peritoneo.

Abomaso

Se encuentra entre el apéndice xifoides y el ombligo, llegando hasta 10-12cm por detrás del ombligo y ocupando todo el suelo del abdomen; tiene una pequeña porción fúndica que pasa al lado izquierdo, pero normalmente se encuentra por el lado derecho. La proyección depende de la edad. Es un órgano en actividad constante.

1.- INSPECCIÓN: se realiza desde el lado derecho en oblicuo. Nos da pocos datos salvo que presente procesos concretos.

2.- PALPACIÓN: en animales jóvenes y en pequeños se realiza en decúbito lateral izquierdo; podemos encontrar tricobezoares, coágulos de leche endurecidos… En adultos se puede realizar sucusión (palpación-presión) con el animal en pie, pudiendo encontrar:

• Contenido: líquido, fluctuoso, pastoso, chapoteo, tierra, arena…

• Sensibilidad (dolor).

3.- AUSCULTACIÓN: se escucha sonido de discurrir de líquidos, sonidos líquidos e hidroaéreos similares a los intestinales.

4.- PERCUSIÓN SONORA: sonido submate/mate dependiendo del contenido. Lo normal es que el sonido sea mate porque hay presión constante del resto de vísceras.

- Semiología de la exploración abdominal en poligástricos -

Rumen

1.- INSPECCIÓN

• Hundido: poco lleno; perfil izquierdo ± plano, con la fosa paralumbar hundida. Puede haber hundimiento en la parte superior y distensión en la parte inferior debido a una paresia y acumulación de líquidos en la parte ventral.

• Protrusión: excesivamente repleto; normalmente se debe a meteorismos (por parálisis, obstrucción de esófago…); el hemiabdomen izquierdo se verá como un tonel.

• Ausencia de movimientos en la fosa paralumbar.

2.- PALPACIÓN

· Superficial: modificaciones de la T ª; se produce aumento de T ª o sensibilidad cuando hay alteraciones cutáneas o peritoneales (normalmente desde el rumen no llega esa sensación hasta el exterio).

· Profunda:

• Aumento de la tensión y prominencia: sobrecarga gaseosa. Hay que hacer una fuerza o presión mucho mayor para deprimir esa zona.

• Aumento de la consistencia (cuesta trabajo hundir la mano porque está mucho más pastoso o más duro, como un saco de harina), se asocia con la persistencia de la huella sobrecargas sólidas (exceso de alimentación).

• Distensión más fluctuación (chapoteo): líquidos, debido a estenosis funcional (alteración del nervio vago), acidosis…

3.- AUSCULTACIÓN

• Disminución de la frecuencia: en ayuno prolongado; procesos locales y/o generales.

• Disminución de la intensidad: debido a alimentos muy molidos sin asociarlos a forrajes, sobrecargas sólidas/líquidas/gaseosas, estenosis mecánicas/funcionales, desituaciones viscerales, retículo-peritonitis traumática, acidosis, alcalosis…

• Aumento de la frecuencia: no suele ser patológico; ocurre cuando los animales toman alimentos muy fibrosos.

• Aumento de la intensidad: aparece en el inicio de las estenosis funcionales y en el inicio del meteorismo espumoso.

4.- PERCUSIÓN

• Mate en la porción ventral (tercio inferior): geosedimentación (acúmulo de arena o tierra; por ejemplo cuando se corta la alfalfa muy baja y al empacar arrastra mucha tierra, debido a que los bovinos son poco selectivos) o líquido.

• Mate en la porción superior, media e inferior: sobrecarga sólida.

• Timpánico/hipersonoro en la porción superior y mate en la porción media e inferior: meteorismo gaseoso (fermentación constante en el rumen; la presión del gas comprime porciones medias e inferiores que son sólidas).

• Timpánico/hipersonoro en la porción superior y submate en la porción media e inferior: meteorismo espumoso (contenido de sólidos y líquidos mezclados con burbujas).

• Hipersonoro en el tercio medio de las 3-4 últimas costillas; fuera de esa zona el sonido es normal: zona de gas a alta presión dislocación abomasal izquierda.

• Claro en la zona xifoidea (sonido de caja): retículo- peritonitis traumática reciente.

Retículo

· Reticulitis traumática: tienen que ser positivas al menos el 75% de las Pruebas de dolor.

· Palpación desde peritoneo: en decúbito dorsal, mediante laparotomía exploratoria. Se encuentra adherido a la zona xifoidea.

· Endopalpación por ruminotomía: hacia la parte craneal y ventral.

• Reticulitis simple: trabéculas y pared engrosadas, desplazable.

• Retículo-peritonitis: no desplazable, inflamación difusa.

Es difícil encontrar el cuerpo extraño.

Omaso

· Dilatación con sobrecarga inicial:

• Área de percusión aumentada.

• Percusión profunda dolorosa.

• Sucusión (difícil porque hay que hundir las costillas): contragolpe.

• Prueba de Slanina-Gdovin negativa; el omaso está taponado y no hay tránsito entre el rumen y el abomaso.

• Movimiento a la punción negativo; sólo se mueve de adelante atrás coincidiendo con los movimientos respiratorios. No hay movimientos circulares.

• Laparotomía derecha: aumento de tamaño y consistencia, paredes finas, podredumbre del contenido…

Abomaso

1.- INSPECCIÓN: sobrecarga, protrusión de la pared abdominal derecha ventral.

2.- PALPACIÓN:

• Sobrecarga: contenido pastoso/sólido.

• Palpación de bezoares en terneros/corderos.

• Gaseosedimentación: crepitación/contragolpe (contenido > a 5kg de tierra).

• Aumento de la tensión en el tercio medio de las 3 últimas costillas izquierdas: dislocación abomasal. El abomaso se encuentra en la zona ventral derecha, pero puede pasar por la escotadura rumino-reticular hacia la zona izquierda.

3.- AUSCULTACIÓN:

• Ausencia de sonido

• Tintineo en el tercio medio de las costillas izquierdas: grandes bolsas de gas generadas en las porciones inferiores del abomaso que van a liberarse en zonas superiores.

• Auscultación-percusión sonido metálico muy agudo: sonido de steel-band por alta acumulación del gas en ese tercio medio de las costillas izquierdas.

- Exploración abdominal interna -

Introducción de la mano y el brazo o el dedo, dependiendo del animal, a través del recto. Permite explorar muchos órganos abdominales. En grandes animales es insustituible por dificultad o falta de medios. Inspección de la región anal. Elevación del tercio anterior o comprimir el abdomen con una tabla para llegar mejor a las vísceras.

• Cualquier mano sirve, pero normalmente en bovinos se hace mejor con la mano izquierda porque la mayoría de los órganos están a la derecha.

• Las uñas deben estar bien cortadas.

• La lubricación es importante para facilitar la introducción; para ello se utilizará una sustancia jabonosa u oleosa.

• Colocación de la mano: reunir en cono los dedos, con el menor diámetro posible.

• Realizar movimientos de rotación e introducir la mano poco a poco, más o menos hasta el final del antebrazo.

• Extraer las masas fecales con la mano en cazoleta y valorar el aspecto de éstas. Se debe vaciar la ampolla rectal.

• Équidos: no suelen dejarse, por lo que suele utilizarse una pequeña anestesia caudal o una pequeña irrigación de agua templada para relajar.

• Tomar la temperatura de la mucosa rectal.

• Palpación de órganos: huesos pelvianos; vejiga urinaria; uretra; útero/ovarios/oviductos; vesículas seminales; arterias iliacas (pegadas a la zona superior izquierda y derecha - zona del íleon) y pélvicas; articulaciones de las caderas; anillos inguinales internos; hernias…

ESTUDIO DEL JUGO RUMINAL

Extracción

• Cantidades importantes: sonda de calibre bastante grueso, de unos 2m de longitud; inclinando la cabeza del animal o mediante una bomba de vacío.

• Cantidad pequeña: punción por debajo del pliegue de la babilla, puncionando en dirección craneal, hacia delante. Recoger líquido y filtrar.

Se puede dejar a T ª ambiente cierto tiempo o al baño maría durante varias horas.

1.- COLOR: verde-grisáceo, en función del tipo de alimentos.

• Verde oliva-pardo alimentación con pasto.

• Gris remolacha.

• Amarillo-pardo ensilados.

• Gris lechoso acidosis ruminal.

• Negruzco indigestión con podredumbre de panza.

• Grisáceo y grumoso indigestión láctea en terneros/corderos.

2.- OLOR: aromático, al menos no repelente.

• Repugante-mohoso-pútrido putrefacción proteica (ingiere demasiada proteína y se produce una fermentación anormal de esa proteína).

• Ácido-picante ácido láctico (hidratos de carbono de fácil digestión).

• Inodoro-mohoso inactividad del jugo ruminal.

• Olor a “cuajar” (ácido) alteración del tránsito pilórico.

3.- CONSISTENCIA: ligeramente viscosa (aspecto de sopa).

• Acuosa inactividad ruminal.

• Viscosa contaminación con saliva.

• Burbujas pequeñas fermentación espumosa.

4.- pH: 5,5 - 7,4

• Más altos alimentación con fibra y/o proteína en exceso.

• Más bajos alimentación rica en hidratos de carbono (ácido láctico).

• Alcalinidad ayuno, inactividad de la flora ruminal.

• Muy bajos acidosis ruminal (exceso de HC o reflujo del cuajar).

5.- SEDIMENTACIÓN/FLOTACIÓN: agitar y ver si las partículas finas caen al fondo; las partículas groseras flotan. Normalmente se separan en 4-8 minutos.

• Jugo inactivo sedimentación rápida, flotación retardada o ausente.

• Putrefacción/fermentación espumosa flotación muy rápida, mezcla de sólidos y líquidos.

6.- PROTOZOOS:

• Funciones discutidas (¿degradación de HC, degradación de celulosa...?)

• Realizar el examen con material recién extraído.

• Gran variabilidad: 105-107/ml.

• Nº total / tamaño / vivos-muertos: da una idea de la funcionalidad de ese líquido ruminal.

• Trastornos: van muriendo; primero desaparecen los grandes, luego los medianos y finalmente los pequeños. En trastornos graves la muerte es uniforme. En procesos recientes y moderados aparecen vivos y muertos.

7.- BACTERIAS:

• Funciones / nº variable

• 107-1012 gérmenes / ml / g según alimentación, animal, etc.

• Menor número: alimentación con hidratos de carbono.

• Acidosis láctica: predominio de Gram positivos.

• Alcalosis: aumentan el número de Gran negativos.

• Indigestión y ayuno: disminución del número de bacterias.

8.- HONGOS:

• Funciones poco claras.

• Mantienen la anaerobiosis a nivel ruminal.

• Su número aumenta en caso de acidosis ruminal.

Prueba de la digestión de la celulosa

Simula la capacidad celulolítica de esa flora presente en el líquido ruminal. Se mezcla una cantidad de líquido ruminal con solución glucosasa en un tubo de ensayo (39º C); coger una bolita de hilo de algodón y medir el tiempo que tarda en ser digerido. En condiciones normales tarda 48-54 horas. El hilo tarda más en cortarse cuando está cuando está disminuida la actividad celulolítica (flora alterada, muerta…). Problema: se tarda mucho y es sólo para celulosa.

Prueba de la fermentación de la glucosa

Se determina en función de la cantidad de gas que se produce en la fermentación. Se mezcla jugo ruminal con suero glucosado a 39º C y se mete en una campana. En condiciones normales se producen 1-2 ml de gas/hora. Inactividad microbiana: se produce menos o nada de gas. Fermentación espumosa: mucho gas, espuma.

Reducción de nitritos

Mide la actividad de la flora para utilizar sustancias nitrogenadas. Se mezcla líquido ruminal con nitrito potásico en 3 tubos de ensayo (con diferente cantidad de nitritos: 0,2; 0,5 y 0,7 ml); añadir colorantes. Si existen nitritos la mezcla adquiere un color rojizo; en función de la flora ruminal se van a degradar esos nitritos; en los tubos con menos nitritos se degrada antes. Tubo de ensayo 1: 5-10 minutos. Tubos de ensayo 2 y 3: 20-30 minutos.

Potencial redox

Mezclar la mezcla de líquido ruminal con azul de metileno y medir el tiempo que tarda en eliminar ese color. Lo normal es que tarde 3-6 minutos. Si desaparece rápidamente, se deberá a una gran actividad microbiana; si desaparece lentamente, se deberá a una insuficiencia ruminal.

Medir ácidos grasos volátiles: CROMATOGRAFÍA de GASES

• Acético (60%)

• Propiónico (25-30%)

• Butírico (10%)

• Otros (5%): ácido láctico…

Los valores son más altos a las 2-3 horas después de la ingestión y son más bajos en caso de insuficiencia ruminal.

El ácido láctico se puede medir; cantidades importantes producen acidosis láctica (fermentación anormal, exceso de HC, flora bacteriana anormal…).

También se puede medir los cloruros; su cantidad aumenta cuando la ingestión es excesiva o cuando ha pasado parte del contenido gástrico hacia el rumen (reflujo o dificultad de vaciamiento gástrico).

Medir la acidez

Coger una muestra de contenido ruminal y añadir una base (NaOH) para ver la cantidad de ácido que tiene. En codiciones normales presenta 8-25 Unidades Clínicas. En caso de hiperacidez puede llegar a 70 UC; normalmente por un reflujo gástrico.

Capacidad buffer

Equilibrar y mantener el pH adecuado para cada alimentación. Evitar oscilaciones no fisiológicas.

Amoniaco

Su cantidad depende de la velocidad de producción, su utilización y su absorción y excreción. Su concentración sube tras la ingesta, siendo máxima a las 1-4 horas. Hay una relación importante con la concentración de amoniaco en sangre y en leche.

JUGO GÁSTRICO

Coger la muestra directamente del estómago (sondaje…) o de un vómito reciente.

Macroscópicamente

Color claro, con poco moco y saliva. pH próximo a la neutralidad, que disminuye tras la ingestión. Se pueden encontrar: alimentos sin digerir, cuerpos extraños, células, parásitos…

Microscópicamente

Restos de alimentos, células (epiteliales, sanguíneas, tumorales…), parásitos, larvas, mohos…

Estudio químico

Valoración del HCl libre: se usa rojo congo, tinción de azul (papel). Cuando disminuye la secreción se debe sospechar de hipo/aquilia inyectar excitantes de la secreción gástrica:

• Añadir extracto de carne y ver si se secreta jugo gástrico; normalmente se secreta a los 35-40 minutos, como máximo a la hora.

• Añadir alcohol.

• Inyectar histamina subcutánea.

Para comprobar que existe una disminución de la secreción.

HECES

Macroscópicamente: la forma, consistencia, color y olor depende de la especie animal, del alimento ingerido, etc.

· Cantidad:

• Aumentada

· Inicio de procesos diarreicos.

· Después de procesos de constipación.

• Disminuida

· Diarrea avanzada.

· Constipación.

· Ayunos prolongados.

· Color: puede variar considerablemente.

• Falta de color: insuficiencias pancreáticas, insuficiencias hepáticas.

• Exceso de color: ictericia hemolítica.

• Coloraciones oscuras: tratamientos con ciertas sustancias, por ejemplo hierro; sangre digerida en heces.

• Color rojizo: sangre que procede de intestino.

Microscópicamente:

• Hidratos de carbono

• Fibras musculares

• Glóbulos grasos

• Etc.

EXPLORACIÓN DEL APARATO URINARIO

Tiene interés en enfermedades primarias del aparato urinario y en enfermedades secundarias (origen no urinario). La exploración se basa en:

• Anamnesis

• Exploración física

• Pruebas paraclínicas

· Inspección

· Palpación externa e interna

· Olfacción

· Observación de la micción

Pruebas paraclínicas

• Examen de la orina (macroscópico, físico-químico, bacteriológico y microscópico).

• Pruebas de funcionamiento renal.

• Pruebas complementarias: exploraciones instrumentales (radiología, etc.), biopsia renal.

ANAMNESIS: meticulosa y cuidadosa.

• Ingesta líquida total (cuánto bebe, etc.).

• Comportamiento durante la micción (posición, fuerza del chorro…).

• Características de la orina (color, etc.).

• Otros datos

EXAMEN FÍSICO

• Inspección del abdomen y de los genitales externos (meticulosa).

• Palpación renal interna (en algunos animales) y externa.

• Palpación ureteral interna.

• Palpación vesical externa e interna.

• Palpación uretral externa e interna.

PRUEBAS PARACLÍNICAS

Examen radiológico: proyección latero-lateral y ventro-dorsal.

• En tórax, esqueleto, abdomen… sin contraste.

• Con contraste: urografía, cistografía (simple -contraste positivo; doble -contraste positivo y negativo con aire), angiografía renal.

• Ecografía.

• TAC.

• Radioisotopos.

• Resonancia magnética

• Biopsia renal

ÁNALISIS DE LABORATORIO

• Hemograma: eritropoyetina.

• Ca, P y FA: alteración de metabolismo P/Ca.

• Equilibrio hidroelectrolítico y ácido-básico.

• Proteínas totales en plasma y fraccionamiento electroforético en plasma/orina.

• Capacidad para concentrar/diluir la orina.

• Ionograma (iones plasmático/renales).

• Pruebas de filtración glomerular

• Sedimento y cultivo de la orina.

Exploración física

1.- RIÑÓN

Palpación externa:

Es difícil en bovino porque se encuentra por debajo de las apófisis lumbares; principalmente se va a poder palpar en terneros jóvenes, óvidos y cápridos y en animales muy delgados. La palpación se realiza con ambas manos por delante del ángulo externo del íleon; normalmente no se puede palpar.

En cerdos es imposible debido al engrasamiento externo; en gatos son fácilmente palpables y en perros el izquierdo es más fácil de palpar porque está más caudal. Se palpan con ambas manos por detrás de la última arcada costal y por debajo de las apófisis lumbares, con el animal en la estación y si no podemos así, intentarlo con el animal sentado o si no en decúbito.

Palpación interna: mediante exploración rectal. Sólo se hace en grandes animales.

En bovino el riñón izquierdo se localiza bajo las apófisis transversas, entre la 3ª y 5ª vértebras lumbares, su superficie es lobulada y su consistencia es tensa-dura. El riñón derecho está más adelantado, entre 12T y 3L (en algunos se puede palpar la parte posterior, pero no suele poder palparse todo el riñón).

Hallazgos:

• Dolor: cuando hay dilatación de la cápsula del riñón.

• Aumento de volumen: en ocasiones asociado a dolor y en otras no; si el aumento de tamaño es progresivo, los nociceptores se acomodan a la situación. Ocurre en casos de hidronefrosis, nefritis, pielonefritis y tumores.

• Disminución del volumen: esclerosis, atresias renales.

• Superficie desigual: tumores, hidronefrosis, pielonefritis.

• Aumento de la consistencia: algunos tipos de neoplasias, litiasis renal (urolitos en pelvis renal).

• Fluctuante: hidronefrosis, pielonefritis.

• Movilidad anómala o pendular: distopia renal (ubicación no normal).

2.- URÉTERES

• No accesible en pequeños animales.

• Bovino: no localizables si no están dilatados (por vía rectal se notarían como un cordón). Buscar desde su inserción en la vejiga urinaria.

3.- VEJIGA DE LA ORINA

Inspección:

• Aumento de tamaño: llenado anormal de la vejiga, ascitis, aumento global del tamaño abdominal.

Palpación:

· Bovino: en machos se encuentra debajo del recto y en hembras ventral a la vagina; dependiendo del grado de repleción penetra más o menos en la cavidad abdominal; cuanto más llena esté más hacia delante de la pelvis se encontrará. Tiene formación muscular, consistencia carnosa y es fluctuante.

· Equino: similar.

· Pequeños animales: se puede palpar externamente tomando como referencia anatómica la pelvis. Introduciendo las manos entre las extremidades posteriores, dejando deslizar las estructuras entre los dedos se nota una formación piriforme, fluctuante, móvil hacia los lados y unida al suelo de la pelvis. La posición y el tamaño varían con el grado de distensión: aumenta hacia craneal y ventral cuando se llena y distiende y se retrae hacia el pubis cuando está vacía.

Valorar la posición, consistencia, grado de distensión, estado de la pared, espasmos musculares, cálculos, aumento de la sensibilidad, masas anormales…

Hallazgos:

• Vejiga repleta: obstáculos (el obstáculo puede estar dentro o fuera y a la salida de la vejiga o en la uretra), parálisis vesical, oclusión refleja del esfínter…

• Aumento de consistencia de la pared: neoplasias, infecciones crónicas, cálculos (por la lesión), hiperplasia…

• Sensibilidad a la palpación-presión: cistitis aguda, retención de orina (la vejiga no se vacía a un ritmo normal perjudica la inervación).

4.- URETRA

Inspección:

En machos:

• Bovino: porciones perineal y peniana.

• Perro: exteriorizando el pene del prepucio.

• Gato: sólo la porción distal de la uretra peniana.

En hembras:

• Bovino: el meato urinario está en el vestíbulo vaginal.

• Yeguas: el meato urinario se encuentra en el vestíbulo vaginal.

• Perra/Gata: usar un endoscopio vaginal o cistoscopio.

Palpación: la porción perineal y uretra pélvica se pueden palpar por vía rectal.

Biopsia:

Indicaciones: cuando el resto de métodos no han sido útiles, cuando el pronóstico no está bien determinado o para conocer la respuesta a una determinada terapéutica. Por ejemplo, en una insuficiencia renal crónica el riñón es irrecuperable, por lo tanto no tiene sentido hacer una biopsia; lo que hay que hacer es mantener la poca función que quede.

Contraindicado:

• Cuando sólo hay un riñón.

• Debilidad o deshidratación.

• Riesgo de hemorragia o anemia.

• Hidronefrosis o pielonefritis.

• Abscesos

• Tumores

· Técnica quirúrgica

· Técnica percutánea ciega

· Técnica percutánea con endoscopia

· Técnica ecoguiada

· Técnica “Key hole” en el perro normalmente se biopsia el riñón derecho. Se hace una pequeña abertura inmediatamente por detrás de la última costilla y se mete un dedo para tocar el riñón y fijarlo (sujetándolo por detrás); puncionar en el último espacio intercostal.

Nunca debemos puncionar la pelvis renal, para eso hay que saber cómo está el riñón palpándolo. Si tocamos la pelvis, tocamos la inervación y vascularización y podemos provocar más daño.

CATETERISMO VESICAL.

SEMIOLOGÍA DE LA MICCIÓN.

OBTENCIÓN DE ORINA

• Cateterismo

• Cistocentesis (punción directa de la vejiga)

• Micción espontánea o provocada del animal: no es lo más apropiado para hacer estudios bacteriológicos porque se contamina con las secreciones y se produce contaminación en las distintas zonas del tracto. Hay que despreciar los primeros chorros para cualquier tipo de estudio.

Manejo del área perineal de un bovino: se puede conseguir que el animal orine; en una vaca, masajeando la apertura bulbar se puede conseguir que a los pocos segundos el animal orine.

Cistocentesis

Punción directa de la vejiga en condiciones de esterilidad. Tiene interés en el perro y en el gato. Lavar previamente la piel y localizar e inmovilizar la vejiga manualmente; la aguja se introduce a pocos centímetros del cuello de la vejiga. La punción se realiza siempre con un cierto ángulo para evitar un trayecto directo hasta la vejiga, ya que esa herida tarda un poco en cerrarse y podría dar lugar a contaminación. Hay que pinchar hacia la zona caudal porque a succionar la vejiga va disminuyendo de tamaño y nos quedaríamos fuera. No se deben realizar punciones a ciegas.

Cateterismo

Se debe usar una sonda o catéter estéril y perfectamente lubricada, aunque puede producir algún tipo de problema o contaminación añadida (presencia de gotas de grasa ¿lubricante o estaban en la orina?). Si no se lubrica debe tener al menos un buen deslizamiento. El calibre debe ser menor que la luz.

Como norma general, las sondas deben ser rígidas para hembras y flexibles para machos; las metálicas son sólo para hembras, pero las de plástico se pueden usar en machos. Si la sonda está acodada en la punta será para hembras y si no lo está puede ser tanto para hembras como para machos.

EQUINO

• &Yegua: orificio uretral en el suelo de la vagina, relativamente cerca de los labios bulbares (abertura bulbar), a unos 5-10cm (menos cerca que en una vaca); usar espéculo.

• & Caballo: el catéter debe ser lo suficientemente largo, rígido y a la vez flexible, porque tiene que doblarse. Su tamaño debe ser cercano a los 2 m de largo, por lo que si es muy flexible no hay manera de manejarlo. Normalmente hay que poner un tranquilizante.

OVINO

• &: usar espéculo; tener cuidado porque hay un divertículo uretral.

• &: no se pueden sondar.

PORCINO

• &: utilizando un espéculo.

• &: no se pueden sondar.

BOVINO

• &: en algunas ocasiones se pueden sondar a la ciega (el espéculo no es imprescindible); el orificio uretral tiene además un divertículo suburetral. Hay que meter los dedos y entre ellos meter la sonda; con un dedo se tapa ese divertículo y se puede dirigir la sonda.

• &: existe discrepancia en la literatura sobre cómo sondarlos. Hay también un pequeño divertículo suburetral que dificulta la sondación. Dependiendo del tipo de sonda se podrá sondar o no; la sonda debe medir más de 1,5m en un bovino macho normal. La luz de la sonda tiene que ser relativamente pequeña (2mm).

PERRO

• &: la desembocadura uretral se encuentra en el suelo de la vagina, ligeramente prominente (como un cráter); se debe usar un espéculo.

• &: extraer el pene mediante una ligera presión manual; al aflorar el pene se ve el orificio uretral; introducir la sonda por la abertura. El mayor problema se encuentra a la altura del hueso peneano porque hay un poco más de resistencia.

GATO (se usan sondas rectas iguales para machos y para hembras)

• &: la desembocadura uretral está en el suelo de la vagina y se ve bien con el espéculo; no es prominente como en la perra.

• &: hay que desituar el pene de manera que lo pongamos lo más recto posible. En los gatos se puede aflorar muy poco el pene. Normalmente estos animales hay que sedarlos o anestesiarlos a no ser que vengan mal.

MICCIÓN

· Anomalías de la frecuencia:

• Polaquiuria: aumento de la frecuencia de emisión de orina. Generalmente asociada a algún proceso inflamatorio-irritativo de las vías urinarias (cistitis, pielitis, prostatitis); también se puede producir por excitación refleja en situaciones de estrés, miedo, frío…

• Incuria: disminución de la frecuencia por obstáculos uretrales o parálisis vesical.

· Anomalías de la cantidad:

• Poliuria: aumento de la cantidad. Causas: aumento de la cantidad de solutos a eliminar (diabetes mellitas); disminución de la reabsorción tubular (diabetes insípida).- diuresis acuosa; alteración de la concentración de orina (IRC).

• Oliguria: disminución de la cantidad. Causas: disminución del aporte de líquido al riñón; insuficiencia renal aguda.

• Anuria: muy poca cantidad de orina. Causas: nefropatías severas; obstáculos.

· Anomalías en el modo de orinar: cualquier posición anormal en la forma de orinar es una anomalía de la micción. Ejemplo.- que tenga que levantar una pata y no lo haga.

· Anomalías con dificultad y dolor al orinar:

• Disuria

• Estranguria: el animal orina gota a gota, también con dolor y dificultad.

· Incontinencia: no ser capaces de mantener ese control.

· Anomalías anatómicas:

• Uréter ectópico.

• Esfínter uretral que no funciona correctamente.

• Disinergias reflejas.

• Bastantes tipos de lesiones medulares (de SN), de NM inferior o superior.

· Tenesmo: el animal tiene sensación necesaria y urgente de orinar, pero no llega a orinal. El animal se pone en posición para orinar pero no orina.

UROANÁLISIS

Se debe utilizar orina de la mañana y el análisis debe ser inmediato (en las siguientes 6-8 horas); se puede admitir una refrigeración de la orina durante un periodo de tiempo pequeño (esas 8 horas).

Características físicas:

• Volumen

• Color

• Transparencia

• Densidad (es alta en caso de IRA)

Pruebas químicas:

• pH

• Glucosa (glucosuria)

• Proteínas (proteinuria)

• Sangre

• Bilirrubina

• Urobilinógeno

• Cuerpos cetónicos

Estudios del sedimento:

• Células epiteliales

• Células sanguíneas

• Cristales

• Cilindros

• Etc.

EXPLORACIÓN FUNCIONAL DEL RIÑÓN

1.- Función de excreción: urea y creatinina plasmáticas.

2.- Función de regulación del medio interno: prots plasmáticas, Ca, P, electrolitos.

3.- Función hormonal: eritropoyetina, calcitriol (aldosterona, renina, ADH).

Función de excreción: UREA Y CREATININA PLASMÁTICAS.

Azotemia prerenal / renal / posrenal aumento de urea y creatinina.

Causas:

• Deshidratación, hemorragias profusas, insuficiencias cardiacas.

• Nefropatías de todo tipo.

• Obstrucción o rotura de vías urinarias.

Son marcadores poco sensibles, ya que no aumenta si no ha superado el 62% de disfunción del riñón.

La urea puede aumentar también con una dieta rica en proteínas, también como consecuencia de ejercicios severos y prolongados, en situaciones de hemorragia intestinal y cuando se usan drogas catabolizantes (Ej.- glucocorticoides).

La urea puede disminuir con una dieta muy pobre en proteínas o en individuos con insuficienca hepática.

La creatinina la fabrica el músculo. En algunas miopatías puede aumentar. Su cantidad en orina no depende de la dieta y no se ve afectada por sustancias catabolizantes. Puede aumentar con ejercicio físico prolongado. Los valores de normalidad deben estar en función de la masa muscular, por lo tanto debe haber diferencias entre hembras y machos.

Relación urea/creatinina (mg/dl) > 34/1 en individuos normales. Cuando baja esta relación puede haber problemas. 30-10/1 la situación es objeto de estudio por un posible trastorno renal. < 10/1 insuficiencia renal crónica.

FUNCIONALIDAD GLOMERULAR

Valoración de la tasa de filtración glomerular mediante la valoración del aclaración de la creatinina endógena.

[Cr]0 · V0

Cl = ---------------- (mL/min/kg)

[Cr]p · t · p

Donde: t = tiempo, p = peso, V0 = volumen de orina, [Cr]0 = concentración de creatinina en orina.

Cuánto de sustancia por unidad de volumen y de tiempo puede eliminar el riñón.

FUNCIONALIDAD TUBULAR

Excreción fraccional de electrolitos. Se mide el electrolito que sea en orina, en plasma, la creatinina en plasma y en orina.

[El]o · [Cr]p

EF = ------------------- x 100

[El]p · [Cr]o

Lo que marca si existe disfunción es que la excreción fraccional aumente.

EXPLORACIÓN HEPÁTICA

INSPECCIÓN

• Mucosas visibles ictericia.

• Laparotomía y ruminotomía: color rojizo-marronáceo en condiciones normales.

PALPACIÓN

SITUACIÓN: en el lado derecho en la mayoría de los animales, entre el 6º y 11º espacio intercostal. En la mayoría de los animales sólo se puede explorar por el lado derecho. Normalmente no se puede palpar fácilmente, sólo cuando aumenta su tamaño y sobresale por detrás de la última costilla. En el perro en algunos casos se puede localizar una pequeña parte por el lado izquierdo, aunque en la mayoría de los animales no se puede palpar. Para palparlo se intenta meter los dedos por detrás del espacio intercostal para intentar palpar el borde posterior.

LAPAROTOMÍA o RUMINOTOMÍA: en condiciones normales la víscera es más o menos elástica, con el borde más o menos puntiagudo, al apretar rebota… Puede hacerse friable, con el borde redondeado, más blanco…

PALPACIÓN RECTAL: se puede palpar cuando hay hepatomegalia o desplazamiento de la víscera hacia atrás por alguna razón.

PERCUSIÓN

Sonido mate. Esa matidez puede aumentar o disminuir. Por delante hay un sonido claro o pulmonar y por detrás un sonido timpánico/subtimpánico.

Sonidos anormales:

• Claro: por ejemplo en caso de hepatomegalia porque se separa de la pared costal y entre la pared y el hígado se introduce algún asa intestinal.

• Desplazamiento del sonido mate cranealmente (gestaciones avanzadas) o caudalmente (enfisema pulmonar).

PRUEBAS COMPLEMENTARIAS

Ninguna prueba valora por si sola la función hepática; la mayoría de las veces hay un indicio, no una relación directa. Debemos seleccionar las pruebas que nos vayan dando información de las distintas zonas de la víscera. El hígado no muestra lesiones (alteraciones laboratoriales) hasta que está alterada gran parte de la víscera. Además, tiene un importante poder de regeneración, por lo que las pruebas realizadas sólo valen para ese día. Una vez que tengamos una serie de pruebas laboratoriales debemos correlacionar unas con otras.

1.- Hematología completa:

• Anemia leve moderada; normalmente por hemorragias.

• Microcitosis (disminución del tamaño de los glóbulos rojos): relacionado con el shunt portosistémico.

• Acantocitosis (glóbulos rojos con espículas en la membrana).

2.- Urianálisis:

• Valorar la densidad: en condiciones de fallo hepático puede ser iso/hipotenúrico, sobre todo cuando cursa con PU/PD (disminución de la densidad urinaria).

• Bilirrubinuria: suele deberse a fallos en la conjugación y excreción de la bilirrubina. Sólo la bilirrubina directa puede pasar el filtro renal y aparecer en orina; si no se conjuga no pasa a orina.

& Prueba de la espuma: coger orina, agitarla y la espuma (blanca) desaparece rápidamente. Si hay un problema hepático, la espuma es amarilla intensa y tarda más tiempo en desaparecer.

• Urobilinógeno en orina: debe estar presente. Si no hay, probablemente habrá un problema de obstrucción renal.

• Cristales (urato amónico), sobretodo en shunt portosistémico.

3.- Pigmentos biliares en suero y heces:

• Bilirrubina indirecta en suero: procesos hemolíticos (no puede conjugar toda la que llega).

• Bilirrubina directa en suero: procesos obstructivos.

• Heces hipercrómicas (cuando llega más pigmento).

• Heces a/hipocólicas (cando no llega pigmento; procesos obstructivos).

4.- Proteínas séricas: albúmina.

· Hipoalbuminamia en problemas hepáticos porque la albúmina se sintetiza sólo en el hígado. Pero la vida media de la albúmina es bastante alta (20 días), por lo que el nivel valorado hoy hace referencia a lo que se sintetizó hace 20 días. Si hay hipoalbuminemia sí nos dice que ha habido un fallo hepático.

· Hiperglobulinemia:

• Suele estar producido por agentes vivos (actúan como anticuerpos).

• En shunt porto-sistémicos, una parte de la circulación de la sangre pasa directamente hacia circulación sistémica sin pasar por el hígado, por lo que esos antígenos se comportan como inmunoestimulantes.

5.- Ácidos biliares séricos:

En condiciones normales se encuentran en el circuito enterohepático. Si hay insuficiencia hepática va a haber menos cantidad en el circuito hepático y una mayor cantidad en circulación sistémica.

• Ácidos biliares séricos en ayunas ABSA

• Ácidos biliares séricos pospandriales (después de comer) ABSPP

6.- Compuestos nitrogenados:

• Amoniaco en sangre

• Nitrógeno ureico en sangre (BVN) " urea.

En un problema hepático suele haber tendecia a aumentar los niveles de compuestos nitrogenados en sangre. Aumenta el amoniaco pero no se transforma en urea.

· Prueba de tolerancia al amoniaco: darle amoniaco y ver como lo degrada; si lo degrada correctamente no hay fallo hepático; si da una sintomatología, sí.

7.- Factores de coagulación: factores de coagulación y absorción de vitamina K.

Problemas de hemorragia, tendencia al sangrado…

• Pruebas de coagulación.

8.- Glucemia:

• Hiperglucemia: cuando el hígado está muy alterado.

• Hipoglucemia: es lo más habitual porque el hígado no sería capaz de transformar los compuestos glucosados en glucosa.

Normalmente no se ve ni uno ni otro, salvo en alteraciones leves.

9.- Valorar el colesterol: normalmente no se ven alteraciones importantes. Puede haber hipercolesterolemia en problemas de colestasis.

10.- Ácido glucurónico: casi nunca se usa. Se suele valorar dando algún compuesto tóxico, normalmente se usa el ácido acetil salicílico.

11.- Valoración de gases en sangre: puede haber alcalosis / acidosis metabólica dependiendo de la sintomatología.

12.- Pruebas enzimáticas:

• Representativas de la funcionalidad hepática:

· (GPT) ALAT (alanino amino transferasa)

· (GOT) ASAT (aspartato amino transferasa)

• Pruebas de colestasis:

· FOSFATASA ALCALINA

· -GLUTAMIL TRANSFERASA (GGT o -GT)

Se modifican por una alteración en el lugar donde están almacenadas (liberación de esa enzima). Hepatocito con ALAT y ASAT: si por alguna razón se rompe esa célula y se libera su contenido, aumentan ALAT y ASAT en sangre. -GT y FOSFATASA ALCALINA están en las células que revisten los canalículos biliares: si algo altera esos conductos dando rotura de esas células, aumentan esas enzimas en sangre.

La ASAT además de estar en hígado, está en hueso, placenta, procesos tumorales, músculo… por lo que no siempre que está aumentada hay fallo hepático.

La ALAT principalmente está en el hígado (hepatoespecífica), por lo que su alteración sí nos indica alteración hepática.

La FOSFATASA ALCALINA no es hepatoespecífica, puede estar en procesos tumorales… y puede aumentar debido a tratamientos con corticoides o con anticonvultivos.

La -GT sí es hepatoespecífica.

OTRAS ENZIMAS

• Sorbitol deshidrogenasa

• GLDH (glutamato lactato deshidrogenasa)

• OCT (ornitin-citrulin transaminasa)

• Arginasa

• Etc.

Suelen ser hepatoespecíficas, pero suelen ser inestables, de difícil valoración y muy caras de valorar.

13.- Análisis del líquido ascítico: normalmente suele ser un trasudado (transparente, pocas proteínas…); aunque en algunos casos puede tener características de exudado.

Radiología

Se ve bien delimitado el perfil hepático; aumenta en hepatomegalia y disminuye en micropatía.

Con contraste: angiografía, colecistografía.

Ecografía

Se ve un granulado característico en condiciones normales. Se pueden ver cambios de densidad en el hígado (cirrosis, tumores…) y se puede ver perfectamente la vesícula biliar y en algunos casos algunos cálculos ecodensos.

Biopsia hepática

Es lo único que nos dice la lesión hepática que hay, pero sólo si cogemos la biopsia de la zona lesional.

¡CUIDADO! En abscesos (se pueden diseminar gérmenes) y en problemas de coagulación (se puede producir una hemorragia).

Exploración de la vesícula-biliar

EXPLORACIÓN DEL APARATO REPRODUCTOR

Tiene mucho interés en animales que van a ser utilizados como reproductores. En animales de cebo no tiene demasiado interés, excepto cuando tienen una enfermedad que afecta a sus producciones (se exploraría como parte de la exploración general). Además, va a ser necesario eliminar de la reproducción a aquellos animales que tienen la capacidad de transmitir defectos.

• INSPECCIÓN

• PALPACIÓN (externa e interna)

• MÉTODOS COMPLEMENTARIOS

APARATO GENITAL MASCULINO

Estado general de salud.

Sanidad hereditaria: que no transmita ningún defecto.

Sanidad genital

“Potentia coeundi” (capacidad de copular).

“Potentia generandi” (capacidad de fecundar).

• Examen morfológico del aparato genital.

• Examen funcional (comportamiento durante el apareamiento).

• Examen biológico, principalmente del semen.

• Examen microbiológico (semen, sangre).

EXCROTO

Realizar la palpación de atrás adelante. Alteraciones: asimetrías, desplazabilidad de las capas, consistencia, piel y mando piloso, procesos inflamatorios (periorquitis aguda/crónica)…

La periorquitis se manifiesta con pérdida de desplazabilidad de las capas, aumento de la consistencia y aumento de la T ª de la zona; en ocasiones también aumenta la sensibilidad dolorosa. Es importante porque el aumento de T ª afecta a la espermatogénesis y puede afectar seriamente a la capacidad de fecundar del animal.

TESTÍCULOS

Para explorar los testículos es importante que los fijemos dentro de sus envolturas, distal y medialmente (hacia atrás), de manera que no quede ningún pliegue en el escroto. Así podemos valorar su tamaño, consistencia, T ª, sensibilidad dolorosa, asimetrías…Tener en cuenta que siempre existe cierto grado de asimetría.

1.-Asimetrías:

· Derivadas de la ausencia testicular:

• Monorquidis / Anorquidia (ausencia de un testículo o de los dos); puede ser realmente una ausencia o puede estar relacionado con una falta de descenso.

• Criptorquidis (falta de descenso del testículo).

• Retracción espasmódica: anorquidia que se produce en situaciones de dolor; se retraen hacia el canal inguinal.

· Debidas a diferencias de tamaño:

• Microrquidea (unilateral o bilateral) congénita (hipoplasia) o adquirida (atrofia por procesos inflamatorios crónicos o muy graves).

• Macrorquidia verdadera (orquitis, neoplasia, torsión testicular) o aparente (periorquitis, hernia escrotal, hematocele).

2.-Forma: oval y simétrica normalmente.

3.- Consistencia: tenso-elástica.

• Dura-elástica: orquitis, neoplasias.

• Dura-inelástica: fibrosis.

• Fláccida: degeneración (desaparición del epitelio germinal sin inflamación).

4.- Temperatura: es muy importante en esta zona, por las alteraciones que produciría en la espermatogénesis un aumento de la misma.

5.- Sensibilidad dolorosa: exploración muy cuidadosa porque la respuesta del animal puede ser agresiva.

• Orquitis aguda

• Torsión testicular

PENE Y PREPUCIO

I.-Piel y tejido subcutáneo: enrojecimientos, úlceras, consistencia… Aumento de volumen:

• craneal absceso (acúmulo de pus).

• caudal hematoma (por fracturas peneanas).

II.- Extremo anterior libre:

Prolapso de la mucosa a través del ese orificio: en algunas razas bovinas puede ser normal, pero no de forma persistente (lo usan para la termorregulación). Puede dar lugar a úlceras e inflamaciones (Acropostitis).

Secreción: normalmente está seco, excepto tras la micción o el apareamiento. Excepción.- en el perro es muy frecuente que haya secreción en esa zona debido a una microflora en la cavidad prepucial.

• Catarral

• Serosanguinolenta

III.- Orificio prepucial:

• Fimosis: orificio prepucial anormalmente pequeño que impide la exteriorización del pene erecto (valorar durante la excitación sexual); puede ser congénita o adquirida.

• Parafimosis: orificio prepucial lo suficientemente grande para la exteriorización, pero no puede retraerse, por lo que se vuelve más congestivo y es una urgencia médica.

Exteriorización del pene:

· Manualmente.- en pequeños animales; en grandes no se puede.

· Excitación sexual.- nos permite una inspección rápida que puede ser útil.

· Masaje rectal de la uretra y glándulas sexuales accesorias.- funciona sobre todo en animales jóvenes.

· Electroeyaculación.

· Mediante el uso de anestesia o neurolépticos.

El aspecto del glande debe ser rosado y húmedo. Debemos fijarnos en que no haya signos de inflamación, heridas, neoformaciones, etc.

IV.- Anomalías congénitas:

• Hipospadia: apertura de la uretra en un lugar anormal, ventralmente al cuerpo del pene (a distinto nivel según cada caso).

• Malformaciones: curvatura en el extremo anterior del pene a modo de cayado, debido a un ligamento (en bóvidos).

V.- Inflamación: BALANITIS / BALANOPOSITITS

VI.- Neoformaciones: frecuentemente en forma de coliflor y ulceradas.

• Tumor de Stiker (venéreo transmisible) en perro.

• Tumor de células escamosas en équidos.

GLÁNDULAS SEXUALES ACCESORIAS

• Vesículas seminales: toro y caballo.

• Próstata: perro y caballo.

• Glándulas bulbouretrales: verraco y caballo.

Exploración rectal. Valorar la simetría y la sensibilidad dolorosa. Patologías principales:

• Procesos inflamatorios

• Procesos de tipo quístico

• Procesos de tipo neoplásico

En el caso del perro la exploración se complementará con la radiografía y la ecografía.

APARATO GENITAL FEMENINO

Aspecto anatómico general: buscar signos de masculinización.

Comportamiento.

Alteraciones de la capa: crecimiento del pelo y pigmentación de la piel (relación con trastornos en el celo / glándulas sexuales).

Perímetro abdominal.

Ligamentos anchos de la pelvis (relajación independiente del parto, por acción de hormonas).

Identificación de restos de secreción: signos de una secreción anormal.

VULVA

1.- Tamaño de los labios vulvares:

• Demasiado pequeños: hipoplasia, ninfomanía.

• Aumentados de tamaño: relacionado con el celo (normal) y también en las proximidades del parto. Fuera de estas dos circunstancias es patológico, por producción de hormonas.

2.- Asimetrías:

• Congénitas

• Adquiridas: generalmente por traumatismos o procesos infecciosos previos que dan lugar a cicatrices o fibrosis anormales.

3.- Mucosa vulvar:

• Coloración

• Secreciones: frecuentes durante el celo. En la perra la secreción es sanguinolenta y en bovino es mucosa y transparente.

4.- Obliteración de la apertura vulvar:

• Prolapso de vagina: frecuentemente relacionado con el parto. La pared se evierte.

• Hiperplasia vaginal durante el celo (en la perra).

• Quistes glandulares de Bertholin (cerca de la apertura vulvar).

• Neoplasias.

• Hipertrofia de clítoris

VAGINA

Siempre vamos a necesitar un espéculo vaginal para realizar la exploración. Introducir el espéculo primero en dirección craneo-dorsal, después se va colocando en posición horizontal. Cuando abrimos el espéculo dentro de la vagina, NUNCA debemos cerrarlo dentro; sacarlo abierto y cerrarlo cuando esté completamente fuera.

· Alteraciones congénitas:

• Bridas

• Himen persistente

• Infantilismo

· Alteraciones adquiridas:

• Traumatismos (generalmente en relación con el parto): fístulas (frecuentemente recto-vaginales) y cicatrices.

• Contenido anormal: uro-vagina, neuma-vagina.

• Inflamación: vaginitis.

• Tumores: muy similares a los de machos en el pene.

• Prolapso / Hiperplasia.

ÓRGANOS GENITALES INTERNOS

· Exploración abdominal.

· Métodos de palpación:

• A través del abdomen en perra y gata, durante la preñez o cuando existe un contenido anormal (el útero normal no es palpable).

• Exploración rectal / vaginal.

· Exploración rectal: conocer la disposición normal de los órganos en las distintas especies.

Útero:

• Consistencia: aumentada durante el celo; fuera del celo la pared es fina.

• Contractibilidad: es normal sobretodo durante el celo (pequeña retracción).

• Grosor: aumenta en procesos inflamatorios.

• Movilidad uterina: que no existan adherencias.

• Alteraciones congénitas: atresia (sin luz), hipoplasia, ectopia (desviación, situación anormal).

• Alteraciones adquiridas: prolapso, rotura, metritis/piometra.

EXPLORACIÓN DE LA MAMA

~ VACA ~

• Anamnesis.

• Exploración general.

• Exploración mamaria: inspección y palpación.

• Exploración de la secreción: física, química, biológica/microbiológica.

• Otras exploraciones.

ANAMNESIS: factores predisponentes y factores determinantes (el agente).

• Raza, edad, temperamento, producción, aptitud de ordeño. Ej.- hembras primerizas, comportamiento cuando el ternero mama…

• Situación fisiológica (momento de la lactación: secado, lactación…).

• Producción láctea total y por cuarterones (completar luego lo que el dueño nos diga, para no centrarnos en un solo cuarterón).

• Alimentación: una alimentación inadecuada puede ser un factor predisponente.

• Condiciones fuera del establo.

• Factores relacionados con el manejo y el equipo (tipo de ordeño: mecánico o manual).

*Preguntar todo lo relacionado directa o indirectamente.

INSPECCIÓN

Valorar:

• Implantación

• Conformación

• Deformaciones

• Simetrías

Conviene que los pezones no pasen del corvejón y además el pezón debe tener una longitud ideal de unos 8cm de longitud y con una forma para que se ajusten bien a las pezoneras. La ubre no debe estar muy adelantada ni muy hacia atrás... A veces nos da la impresión de que hay una asimetría debido a que se levanta el animal y, por la presión de las extremidades, queda así; pero a los pocos minutos vuelve a la normalidad.

Hay pezones en forma de pera, de lápiz, etc. También podemos encontrar un mayor número de pezones, con su glándula propia o no (hipertelia con o sin hipermastia). En algunas razas son signos de poca selección. Esas pequeñas glándulas nadie las ordeña y es fácil que padezcan mamitis.

Otras veces has fístulas y no sabemos si la leche viene del pezón normal o tiene su glándula propia; se puede meter un colorante para comprobar si sale por los dos.

PALPACIÓN

Valorar:

• Temperatura superficial y zonal.

• Sensibilidad.

• Induraciones.

• Edemas: será frío y quedará la huella del dedo.

• Desplazamientos de la piel.

• Palpación de cada una de las estructuras (tejido glandular, cisterna y pezón).

• Ganglios mamarios, inguinales e incluso los poplíteos.

Siempre se debe hacer la palpación de todas las estructuras. Cuando hay una mamitis, para poder valorar si sólo afecta a la parte alta, la zona glandular o a otras estructuras, no nos queda más remedio que palpar la ubre. Ver si está fibrosa, dura, si hay cordones, si en la base del pezón o en la cisterna está endurecido el tejido, si el animal se duele…; hacer rodar el pezón entre los dedos para ver el grosor de la pared y ver si dentro del conducto hay algo, por ejemplo fibropapilomas, un cuerpo extraño…

AUSCULTACIÓN

A veces nos sirve. Ejemplo: MAMITIS GANGRENOSA (gas bajo la piel).- al palpar parece que crepita y si hay heridas se puede oír la salida de gas. También nos podría valer la OLFACCIÓN.

EXAMEN de la SECRECIÓN

· Toma de muestras:

• INTERÉS: CMT, identificación de gérmenes y antibiograma (el animal no debe estar tratado con antibióticos).

• RECOMENDACIONES: la toma de muestras se debe realizar previa al tratamiento, de forma estéril, tomando muestras del 20-30% del efectivo, precisar las precisiones del antibiograma y despreciar los primeros 2-3 chorros.

• ALMACENAMIENTO: inmediato a 4º C.

• ALMACENAMIENTO A LARGO PLAZO: a - 20º C; se pierden el 10% de las bacterias.

Muchas veces es conveniente coger 2-3 chorros y, después de ordeñar al animal, coger también los 2-3 últimos chorros, porque a veces los gérmenes están acantonados muy arriba y si no se hace así no crece nada en el laboratorio.

· Pruebas físicas:

• VALORACIÓN MACROSCÓPICA: cantidad, consistencia, color, olor y sabor; ver si ya tiene copos, trozos, si es purulenta… Es nos hace suponer ya el daño y podemos hacernos una idea de si es aguda, crónica… El color puede variar por una alimentación rica en carotenos, por algunos tratamientos…

• CONDUCTIBILIDAD ELÉCTRICA: aumenta cuando aumentan los electrolitos.

• INVESTIGACIÓN CITOLÓGICA: contadores de células, de forma manual, etc.

· Pruebas químicas:

• pH

• CLORUROS (colorimetría)

• COCCIÓN: cocer la leche y si está con un grado mayor de acidez se cuaja.

• CATALASA

• WHITESIDE: solución de sosa que reacciona con proteínas nucleares de leucocitos formando grumos.

• CALIFORNIA MAMITIS TEST (CMT): sustancia tensoactiva + ácido ribonucleico del núcleo de los leucocitos gel, a modo de clara de huevo. Se añade un colorante que varía con el pH. Se evalúa dependiendo de la coloración y del grado de gelificación. Mezcla: 2cc de leche + 2cc de sustancia.

· Exámenes bacteriológicos:

• Presencia e identificación de gérmenes.

• Sensibilidad a los antibióticos.

· Exámenes utilizados con menor frecuencia:

• PUNCIÓN: por ejemplo en mamitis donde hay un bulto, debido a que se ha encapsulado, ha que hay un foco de pus…

• BIOPSIA del TEJIDO GLANDULAR

• ECOGRAFÍA

• RADIOGRAFÍA

• ENDOSCOPIA: a partir de él además se pueden eliminar por ejemplo fibropapilomas, etc.

~PERRA~

Dependencia hemática y linfática de las mamas anteriores y posteriores. Los pares inguinales normalmente están más afectados tanto por mamitis como por tumores.

Toma de muestras: se toma menor cantidad, pero se realizan las mismas valoraciones. Resultados de laboratorio (pH, etc.).

Presentan mayor frecuencia de fibrocarcinomas: induraciones no dolorosas normalmente, con reacción linfática, a veces ulceraciones con sangrado…

Palpación: glándula a glándula.

CALIFORNIA MAMITIS TEST

Se pueden producir falsos positivos inmediatamente después del parto, que aún hay células de descamación; también cuando hay un traumatismo (leche sanguinolenta).

También se producen falsos negativos, pero son más importantes los falsos positivos, es decir, tratar una mamitis que no es.

EXPLORACIÓN DEL BAZO Y DEL PÁNCREAS

Son bastante difíciles de explorar mediante las técnicas habituales.

&BAZO&

En bóvidos se localiza por el lado izquierdo, en la zona de transición entre el sonido claro y los sonidos gástricos; tiene dos manos por dedos de ancho (40-50cm, 6-8cm de ancho, 2-3cm de grosor); tiene forma aplanada.

En pequeños rumiantes está en contacto con la pared costal, en la zona izquierda y prácticamente no se detecta.

En carnívoros está en la curvatura mayor del estómago; está influenciado por el grado de distensión del estómago.

• INSPECCIÓN

• PALPACIÓN

• PALPACIÓN RECTAL

Sólo es detectable a veces en équidos. Se detecta en caso de esplenomegalia.

• LAPAROTOMÍA / RUMINOTOMÍA.- podemos encontrar:

· Aumento de tamaño.

· Algunas formaciones sobre la cápsula esférica, que pueden ser nódulos no tumorales o neoplasias.

· Torsión esplénica: giro del bazo muchas veces debido, sobretodo en carnívoros, a una torsión gástrica.

· Esplenitis: inflamación del bazo.

· Lienitis: inflamación del parénquima esplénico.

· Periesplenitis: inflamación de la cápsula del bazo.

• PERCUSIÓN: pasa desapercibido. Se encuentra en la zona de transición entre el sonido claro-pulmonar y sonidos timpánicos. ¡Cuidado! Si es demasiado fuerte puede haber rotura esplénica.

• ENDOSCOPIA

• RADIOGRAFÍA: sobretodo se limita en carnívoros.

• ECOGRAFÍA

• BIOPSIA

• HEMATOLOGÍA: serie roja y serie blanca.

&PÁNCREAS&

• Insuficiencia pancreática exocrina falta de actividad de ese páncreas.

• Pancreatitis inflamación y exceso de actividad.

• Neoplasias pancreáticas.

Pruebas sencillas

1.- EXAMEN MACROSCÓPICO de: suero, heces, suero y heces… aspecto lechoso, lípidos, etc.

2.- DEFICINCIA DE LIPASA:

• Tinción con Sudán.- coger heces recientes, añadir un poco de agua o suero fisiológico y echarle colorante Sudán. Mirar al microscopio. Si vemos glóbulos grasos de color anaranjado, quiere decir que hay glóbulos grasos que no se han absorbido porque no hay enzimas (lipasas), por lo tanto, hay una insuficiencia pancreática exocrina. Si no vemos esos glóbulos grasos, sí habrá lipasas.

• Extracto etéreo.- mezclar heces con éter y poner la mezcla sobre un papel de filtro. El éter se seca y si queda el papel con un aspecto untuosos quiere decir que hay grasa y, por lo tanto, insuficiencia pancreática exocrina.

3.- TEST DE TURBIDEZ PLASMÁTICA: dar de comer al animal con una sustancia grasa. Después, sacar sangre al animal. Si se nos deposita en el suero una zona grasa (aspecto lechoso), querrá decir que la grasa se ha absorbido y por lo tanto hay enzimas pancreáticas. Si el suero es totalmente transparente, habrá una insuficiencia pancreática exocrina. Se puede confirmar dando al animal el alimento graso junto con enzimas pancreáticas, en cuyo caso sí aparecerá la zona blanca en el suero.

4.- DEFICIENCIA DE AMILASA:

• Tinción con tintura de yodo o lugol.- tomar una muestra de heces y añadirle colorante; las partículas hidrocarbonadas se tiñen de azul con el lugol. Si se ven esas partículas es que no se han absorbido y por lo tanto tenemos una IPE. A veces hay faltos positivos porque hay celulosa u otros hidratos de carbono no digeribles.

5.- DEFICIENCIA DE TRIPSINA:

• Visualización directa al microscopio de las heces para ver si hay fibras musculares.

• Teñir las heces con azul de metileno + microscopia.

• Digestión en película o film-test: coger una cantidad de heces y echarle bicarbonato sódico (en un medio alcalino); cogemos una pequeña cantidad de esta mezcla y la echamos en una película radiográfica; se deja incubar un tiempo. Comprobamos si esa mezcla en medio alcalino es capaz de digerir esa película radiográfica: si la digiere es que hay enzimas, si no la digiere es que no hay enzimas y por lo tanto hay una IPE.

• Prueba del tubo de gelatina: tomar una muestra de heces y añadirle bicarbonato sódico; coger una pequeña cantidad de la mezcla y meterla en un tubo de gelatina líquida, que posteriormente se lleva al frigorífico. La gelatina se gelificará. Si hay enzimas, degradan la gelatina y si le damos la vuelta al tubo la gelatina se cae. Si no hay enzimas, la gelatina no se degrada y al darla la vuelta al tubo la gelatina no se cae porque está coagulada IPE.

Test más sofisticados

1.- AMILASA SÉRICA: no es representativa de la funcionalidad pancreática porque también existe en otros sitios como en la saliva. Tendría que estar muy aumentada su concentración para que sospechemos de una pancreatitis. No es específica de problemas pancreáticos.

2.- LIPASA PANCREÁTICA: es bastante más específica y suele estar relacionada directamente con problemas pancreáticos. Aumenta en caso de pancreatitis y disminuye en IPE. Persiste más tiempo que la amilasa. Problema.- también puede elevarse por otras causas (administración de corticoides o algún otro fármaco).

3.- TRIPSINA SÉRICA INMUNORREACTIVA (TLI): se miden los anticuerpos que se han producido frente a pequeñas cantidades de tripsina que se escapan del páncreas a la sangre. Es específica de especie. Es complicada pero es muy representativa. Cuando el páncreas secreta tripsina de manera habitual, algunas pequeñas cantidades pasan al plasma (4-35ng/mL); si la cantidad es inferior a 4-5ng/mL, podemos sospechar de IPE; cuando hay una pancreatitis, el páncreas tiene hiperactividad, por lo que cantidades importantes de TLI pasan a circulación general (> 35ng/mL).

4.- LIPASA SÉRICA INMUNORREACTIVA (cPLI): en lugar de valorar la tripsina se valora la lipasa. Es mucho más fiable que la anterior. En España aún no se hace. Es mucho más fiable y nos permite también diagnosticar IPE y Pancreatitis.

5.- BT-PABA o BENTIROMIDA: se trata de darle esta sustancia al animal unida a un portador (ácido para-aminobenzoico) mediante un enlace sensible a la tripsina. Si el animal tiene enzimas, el enlace se rompe y la BT puede absorberse (se puede medir); pero si existe una IPE (no hay enzimas), no se puede absorber debido a su tamaño molecular.

6.- GRASA en HECES durante 72 horas.

7.- AMILASA en HECES.

8.- TRIPOSINA en HECES.

9.- TEST de DIGESTIÓN ORAL del ALMIDÓN y TEST de INTOLERANCIA a la GLUCOSA: valora la actividad endocrina del páncreas.

10.- VITAMINA B12 o CIANOCOABALAMINA: la vitamina B12 está presente en cantidades importantes en los alimentos. Está unida a proteínas del alimento y esa unión tiene que romperse mediante la acción de la pepsina (en esófago y estómago). Después, se une a una proteína R, secretada por las glándulas salivaras y el estómago, que tiene que ser degradada por enzimas pancreáticas. Además, también el jugo pancreático secreta el factor intrínseco de origen pancreático que se une a la vitamina B12. Esa vitamina B12 se absorbe principalmente a nivel de ileon (" 200-600pg/mL). Cuando existe IPE: no se secretan todas esas proteínas de origen pancreáticos y por lo tanto, no se rompe el enlace entre la vitamina y la proteína R y además, no se puede unir al factor intrínseco pancreático; si existe un aumento del crecimiento bacteriano, esas bacterias van a consumir la vitamina, por lo que va a haber una disminución importante de los niveles de vitamina B12 o cianocoabalamina.

11.- FOLATOS o ÁCIDO FÓLICO: los folatos son sustancias presentes en los alimentos en cantidades " importantes; pero normalmente están conjugados con una sustancia folato-poliglutamato. En estómago y duodeno existe la folato conjugasa que degrada esa sustancia, formando folato-monoglutamato, que se absorbe fácilmente en intestino delgado, pero necesita una proteína transportadora. En condiciones normales hay 4-16ng/mL. Cuando existe una IPE, en muchas ocasiones hay un aumento del crecimiento bacteriano. Las bacterias secretan cantidades importantes de ácido fólico y además en una IPE existe menor secreción de bicarbonato; por lo tanto, hay mayor acidez a nivel intestinal, lo que facilita la absorción de los folatos (porque esa proteína transportadora actúa mejor); como consecuencia, cuando hay IPE con/sin aumento del crecimientos microbiano, aumenta la tasa de folatos en sangre.

EXPLORACIÓN DEL APARATO LOCOMOTOR

Las enfermedades en el sistema músculo-esquelético tienen signos y síntomas similares. Se caracterizan por una menor actividad en la estación y el movimiento. Se verá normalmente una alteración de la marcha (cojera) que puede ser debida a músculos, nervios, articulaciones…

ANORMALIDADES en la MARCHA

· Ataxia: incoordinación de la acción muscular por lesión nerviosa; se caracteriza por incapacidad motora y movimientos anormales.

· Debilidad: incapacidad postural y marchas anormales, por lesión muscular o por debilidad general.

· Decúbito permanente: incapacidad para levantarse y mantenerse en estación por dolor o incoordinación.

· Cojera: cualquier trastorno mecánico, funcional o estructural de uno o varios miembros que se expresa sistemáticamente con una alteración más o menos evidente de la locomoción. El animal es incapaz de soportar la carga completa sobre las extremidades por dolor o incapacidad.

Un animal cojo es el signo más característico, pero eso no es una enfermedad, hay una causa subyacente. Siempre que hay una cojera subyacentemente hay dolor en las estructuras anatómicas implicadas. El decúbito permanente puede ser el grado máximo de cojera.

Importancia

• ÉQUIDOS.- mayor importancia debido a su uso (carrera, silla, trabajo…).

• VACAS LECHERAS ESTABULADAS.- importante porque afecta a los índices productivos (dolor estrés disminución de la producción).

• OVINO y CAPRINO.- depende del porcentaje de afectados. Si afecta a muchos animales hay que separar a esos animales y ver cual es el problema. Normalmente no se tratan animales individuales.

• CERDOS, AVES y CONEJOS.- son animales de ciclo muy corto con cría intensiva, por lo que sólo se realizan tratamientos preventivos cuando hay casos.

• ANIMALES DE COMPAÑÍA.- similar a humana.

Cualquier estructura puede estar afectada: huesos, músculos, nervios, articulaciones, ligamentos, tendones… El origen puede ser congénito, traumatismos, infección, alteraciones metabólicas, trastornos circulatorios, autoinmune, trastornos nerviosos…

Comenzar la exploración de forma ordenada:

• Espalda/Anca Falanges (en algunos animales se hace al revés).

• Cada bípedo y simetrías.

• Con el animal en estación y en movimiento (en estático y en dinámico).

• Métodos generales de exploración.

• Exploración funcional y especial.

Objetivo

Localizar la patología:

• extremidad/es

• zona-región

• tejido

Determinar el tipo de proceso patológico.

ANAMNESIS

· Reseña:

• Especie

• Edad, Raza (hay procesos asociados a determinadas edades y a algunas razas).

• Estado físico: alguna otra sintomatología (afectación general) además de la cojera.

• Utilidad del animal

· Condiciones de alojamiento: por ejemplo un mal diseño de la cuadra, rejillas…

· Alimentación: una alimentación muy rica en carbohidratos tiene riesgos.

· Padecimientos anteriores: si ha padecido cojeras anteriormente. Predisposición.

· Padecimiento actual: dejar que el dueño hable. ¿Desde cuándo? ¿En qué condiciones comenzó? ¿Manifiesta dolor? ¿Cuándo? Evolución de la sintomatología a lo largo del día y en el curso del proceso. ¿Estacionalidad de la dolencia? Si se acentúa en periodos fríos, durante todo el año…

Clasificación de las cojeras

• DE APOYO: cuando el animal acorta las fases de apoyo, es decir, intenta no apoyar la extremidad; dependiendo de la intensidad de la cojera habrá más o menos dolor. Son procesos muy dolorosos.

• DE ELEVACIÓN: el animal modifica el movimiento de la extremidad afectada reduciendo la flexión o extensión de la articulación afectada. Suelen ser lesiones en articulaciones o ligamentos.

• MECÁNICA: por lesiones nerviosas o roturas de ligamentos. Incapacidad motora de las estructuras de locomoción.

• MIXTAS: muy frecuentes; puede haber un poco de todo. Puede ser un traumatismo, una infección o inflamación.

• AGUDAS: suelen ser por traumatismos o por una inflamación aguda.

• CRÓNICAS: por un problema degenerativo o una inflamación crónica.

EN FRÍO: por trastornos musculares, dolor en la cápsula sinovial o por enfermedad articular degenerativa.

EN CALIENTE: proceso degenerativo, inflamación leve o crónica o miastemia gravis.

COJERA INTERMITENTE: por falta de aporte sanguíneo a una extremidad. Ejemplo.- trombosis, estenosis de aorta o de ilíaca (esta suele ser en caliente). Claudicación durante la marcha y recuperación en reposo; suele estar relacionada con el ejercicio.

Grado de intensidad de las cojeras

· COJERA INTENSA o GRAVE

5.- No apoya ni carga nunca el peso sobre la extremidad.

4.- El animal intenta evitar usar esa extremidad.

3.- Esa extremidad se usa para equilibrar el cuerpo sin descargar peso sobre ella, pero contactando ocasionalmente sobre el suelo.

· COJERA MODERADA

2.- Carga peso de forma parcial.

· COJERA LIGERA o LEVE

1.- La extremidad soporta el peso que le corresponde pero menor tiempo que su contralateral.

INSPECCIÓN

· Animal en decúbito

• Posición normal para la especie. Ej.- la posición de “perro sentado” en vacuno indica que hay una lesión en la médula espinal; “extensión de las extremidades posteriores” (hacia atrás): nervios femorales o lesiones espinales.

• Relación entre cabeza, cuello, cola y extremidades con respecto al cuerpo.

• Angulación de las articulaciones.

• Aumentos de volumen localizados. Ej.- higroma.

· Forma de levantarse

• ¿Corresponde a la especie?

• ¿Difícil, costoso?

• ¿Evita el apoyo de algún miembro?

Permite ver la intensidad de la cojera y qué extremidades no apoya.

· Animal en estación

• Permitir la posición más cómoda para el animal (ambiente cómodo).

• Ver de frente, de costado y por detrás.

• Ver como carga las extremidades y si lateraliza o medializa alguna extremidad (posición).

• Equilibrio anteriores/posteriores.

• Simetría respecto al eje vertical y alineado al plano sagital.

• Posición de la cabeza, cuello y columna vertebral. Ej.- cabeza hacia delante.

• Anormalidades de configuración: defectos de aplomo.

• Anormalidad anatómica: aumentos de volumen, atrofia, movimientos espontáneos, deformaciones angulares, cartílago de crecimiento, tras fracturas, luxación, aplomos…

• Disposición del las extremidades.

· Animal en movimiento

Depende de la especie y de la raza. Tener al animal en movimiento en distintas condiciones:

• Al aire libre.

• Antes de manejarlo.

• En suelo nivelado.

• Paseo, trote, galope, de frente, de lado (ambos lados), haciendo giros…

• A la altura del animal (agachándonos de rodillas).

Para PERROS debemos buscar una superficie lo más lisa posible; que el dueño lo pasee, le haga correr y haga algún giro.

En GATOS lo que se hace es dejarlos en una parte del pasillo y en dueño en la otra; se le llama para que venga. Pueden no apoyar la extremidad prácticamente y sin embargo el grado de cojera es mínimo. Son muy resistentes a alteraciones del aparato locomotor.

Los CABALLOS se llevan a una pista de arena más o menos dura o a pasto verde. Lo mejor es al trote y montados; si son animales de trabajo, enganchados o cargados. Es mejor que se realicen las pruebas en suelos duras porque así oiremos el golpe de la herradura.

• Cojera dolorosa anterior: intensidad de 1-5; lateraliza la extremidad, por lo que la contralateral se va a mediatizar. Habrá cierta flexión de la extremidad. La cabeza y cuello estarán elevadas para descargar peso. Si mantiene la extremidad levantada la lesión estará por debajo de la articulación del codo; pero si la extremidad está caída, la lesión estará por encima del codo.

• Cojera dolorosa posterior: intensidad 1-5; extremidad lateralizada y en flexión; extensión del cuello y cabeza bajada, con el dorso arqueado. Si mantiene la extremidad levantada se deberá a una inflamación aguda.

Paso: ciclo completo, desde un punto hasta el mismo del ciclo siguiente.

Punto de contacto: cuando el pie toca el suelo.

Punto de despegue: cuando deja el contacto con el suelo.

Fase de oscilación: cuando no hay contacto con el suelo y se desplaza hacia delante.

Fase de estancia: apoya en el suelo y se desplaza hacia atrás.

Fases del paso.

La barra elevada.

Altura de la trayectoria del pie.

EXAMEN ORTOPÉDICO

Colocar al animal en decúbito lateral y con la extremidad dañada en la parte superior. Usar sedación si es necesario. Mediante la palpación y la realización de movimientos pasivos podemos valorar:

• Grado de movilidad

• Crepitaciones

• Reacciones dolorosas

• Deformación anatómica o desplazamiento (luxación)

• Integridad de las estructuras de soporte de la articulación.

Se deben manipular las articulaciones de forma individual. Empezar de forma suave y hacerlo de forma bilateral para comparar (significativo si reproducible). Comprobar el movimiento normal de la articulación (ver si se produce dolor, crepitación, flexión/extensión correctas…).

AUSCULTACIÓN y PERCUSIÓN

No se usa, excepto la percusión en la exploración del casco:

• Quitar la herradura.

• Usar tenazas de tentar. ¡Cuidado! Su uso requiere práctica.

EXPLORACIÓN de PEZUÑAS

· OVINO.- ver el rebaño en conjunto; valorar cuantos animales de la explotación cojean, si hay animales que realizan un movimiento oscilante de la cabeza de tipo “afirmativo” o incluso animales que van caminando de rodillas. Hay que valorar las lesiones y buscar causas (pedero, no recorte de pezuñas…). Después, coger cada animal individualmente, sentarlo y mirar las 4 extremidades. Si el animal no tiene lana en el pecho será debido a que pasa mucho tiempo echado; si se realiza el recorte funcional de las pezuñas puede aparecer un líquido negruzco maloliente.

· PORCINO.- son frecuentes las parálisis y las cojeras, pero son poco importantes porque van a matadero. Suelen ser debidas a artritis infecciosa, lesiones mecánicas por suelos duros o desequilibrios en la alimentación.

EXPLORACIÓN de DEDOS y PULPEJOS

Mediante la inspección y palpación podemos encontrar cuerpos extraños y callosidades. ¡Ojo! En perros de pelo largo son frecuentes las lesiones por espigas que se clavan en los espacios interdigitales.

MÉTODOS COMPLEMENTARIOS DE EXPLORACIÓN

• Radiografía: para ver lesiones en tejidos blandos y lesiones óseas/articulares.

• Enzimas séricas, biopsia, artrocentesis…

• Cultivos

• Ecografía

• Analítica sanguínea: enzimas musculares (CK, LDH, ASAT, FAS), relación Ca/P.

• Análisis del líquido sinovial: sirve para el diagnóstico de enfermedades articulares, pero es difícil de interpretar. Permite diferenciar entre una enfermedad degenerativa y no degenerativa.

• Examen neurológico

• Biopsia muscular

• Electromiografía

• Velocidad de conducción nerviosa

• Estimulación nerviosa repetida

• Artroscopia: sirve para diagnóstico y tratamiento. Es una técnica invasiva, por lo que hay que saber cuando realizarla.

• Resonancia magnética

• TAC

• Termografía

Medidas cuantitativas de cojeras:

• Pista de arena: distancia de pasos, forma de apoyo.

• Magnetoscopio: imágenes a cámara lenta.

EXPLORACIÓN DEL SISTEMA NERVIOSO

Objetivos de la exploración del sistema nervioso:

Confirmar que realmente tienen una lesión del SN.

Localizar la lesión. Una lesión en SN, independientemente de su causa, siempre da la misma sintomatología, que es dependiente de la localización.

Determinar la gravedad y extensión de esa lesión.

Intentar conocer la causa.

Dar un pronóstico.

Anamnesis

• Especie animal. Ej.- ante un perro con manifestaciones supuestamente inflamatorias podemos pensar en Moquillo, pero no si es un gato.

• Raza: bastante indicativa de muchas cosas. Ej.- perro que repentinamente queda con parálisis del tercio posterior: si es un perro de raza pequeña de 3-4-5 años pensaremos en una hernia discal de tipo I (extrusión), típica de razas como el Teckel, condodistróficas; en un perro pastor alemán (no condodistrófico) adulto-viejo pensaremos en una hernia de tipo II (protusión).

• Sexo: poco interés en principio. Ej.- convulsiones por hipocalcemia en hembras que han parido hace 2-3 semanas.

• Edad: problemas congénitos, tumores en individuos viejos, crisis convulsivas…

• Para identificar la causa debemos fijarnos en cómo comienza el proceso y cómo evoluciona después:

1.- Inicio sobreagudo, con manifestaciones máximas al principio (horas, minutos). Evolución lo que se recupere.

2.- Cuadro agudo en el que los síntomas aumentan hasta llegar a un máximo. Son procesos inflamatorios infecciosos o no. Evolución: lo que recupere.

3.- Procesos lentos: degenerativos o tumores.

4.- Paroxismos: crisis.

• Vacunación (si/no, ¿adecuada?).

• Dieta.

• Acceso a tóxicos.

• Alteraciones del comportamiento.

Examen físico del animal

Muchas enfermedades sistémicas producen manifestaciones neurológicas. Ejemplo.- gato con signos encefálicos ¿causas?

• procesos víricos encefálicos

• encefalopatía hepática

• encefalopatía urémica

• hipoglucemia

• coma hiperosmolar (hipoglucemia)

• hipoxia cerebral (respiratorio, cardiaco-circulatorio, anemia…)

Se debe examinar todo y además explorar muy bien el sistema locomotor: palpar las estructuras, el tono, ver si hay rigidez en las articulaciones, etc. Ejemplo.- trombosis en una extremidad no hay pulso.

Examen neurológico

• Empezar por el nivel más alto e ir después hacia niveles más bajos. Ver primero el estado mental, luego la marcha, las reacciones posturales y finalmente los reflejos.

• Siempre hay que comparar ambos lados: ver la simetría.

• Todos los signos clínicos tenemos que intentarlos explicar por una única lesión focal; cuando no se puede, buscaremos que sea multifocal o difusa. Una lesión en una parte del SN, independientemente de su causa, siempre cursa con los mismos signos clínicos debidos a la localización de la misma. Si un individuo tiene dos lesiones distintas, los signos clínicos que se manifiesten serán los de la lesión más baja o más cercana al músculo.

1.- ESTADO MENTAL

Depende de unas pequeñas estructuras denominadas Sistema reticular activador ascendente (grupos de neuronas) ubicado a nivel del tallo o tronco. También depende de la corteza cerebral (en conjunto); una pequeña lesión local en la corteza cerebral no altera el estado mental. Si el animal viene sedado el estado mental estará disminuido.

· Anamnesis: trastornos del comportamiento.

· Exploración de los ojos.

Normal: despierto, alerta y con respuestas normales frente al medio ambiente y los estímulos externos.

Alteraciones:

• Coma: pérdida del conocimiento, el animal no responde a ningún estímulo externo.

• Semicoma o estupor: cuando sí responde a estímulos externos pero intensos (se les consigue despertar, aunque normalmente vuelve a caer).

• Depresión del estado mental: responde a los estímulos externos de manera lenta y poco intensa.

• Confusión mental o desorientación: responde de manera anormal a los estímulos externos.

• Hiperexcitabilidad: responde de manera exagerada.

Conclusiones:

• Lesiones locales en el sistema reticular ascendente.

• Procesos generales de la corteza cerebral: hipoxia, hipoglucemia, intoxicación exógena / endógena (encefalopatía hepática), proceso inflamatorio difuso…

2.- POSTURA

Implica que el paciente debe comportarse como en una exposición: ser capaz de estar de pie en estación sin movimiento, con la cabeza levantada y mirando al frente durante un tiempo razonable (10-20 sg.).

Anormalidades:

• Temblores en la cabeza: signo cerebeloso.

• Cabeza ladeada (inclinada hacia uno de los lados) signo vestibular ipsolateral (del mismo lado de la lesión).

• Temblores generalizados, que desaparecen cuando al animal se le acuesta (se relajan los músculos): lesiones en la placa neuromuscular o lesiones mielínicas.

3- MARCHA

Buscar un espacio abierto amplio. Si no puede caminar hay que sostenerlo por el pecho. Llevarle a distintas velocidades (de paseo, al trote…); hacerle girar bruscamente hacia la derecha e izquierda. Intentar ver como es capaz de levantarse él solo. Buscar alguna rampa o escalera y hacerle subir y bajar.

En condiciones normales será capaz de levantarse por sí mismo, girar a ambos lados, caminar con la cabeza levantada y con la misma fuerza en todas las extremidades.

Fuerza del movimiento, depende de:

• la neurona motora superior

• la neurona motora inferior

• la comunicación entre la neurona motora inferior y el músculo: placa neuromuscular.

• músculo

Coordinación del movimiento, depende del cerebelo que recibe información importante sensitiva (propiocepción, sistema vestibular, visión).

· Propiocepción: informa de la posición y de cómo están relajados o contraídos los músculos, sin participación de la consciencia. Son vías que van desde el músculo-tendón hacia la médula y de ahí al cerebelo.

· Sistema vestibular

• periférico: oído interno y nervio vestibular. Regula la posición de la cabeza.

• central: núcleos de neuronas en el tallo. Regula la posición del cuerpo respecto a la cabeza.

Manda órdenes para que el movimiento sea armónico.

Alteraciones en la fuerza:

• Disminución de la motilidad voluntaria Paresia (-paresia).

• Ausencia de la motilidad voluntaria Parálisis (-plejía).

• 1 extremidad: mono- (signos de NMI, atrofia muscular intensa).

• las 2 extremidades posterioes: para-

• las 2 extremidades del mismo lado: hemi-

• las 4 extremidades: cuadri- o tetra-

Falta de coordinación en la marcha: ataxia.

• El animal adelanta las extremidades delanteras y las abre y retrasa las traseras y las abre para ampliar la base de sustentación.

• Balancea el tronco y con frecuencia se cae por sí mismo o bien podemos provocar su caída si le empujamos.

• A nivel propioceptivo: dobla las manos y apoya la cara dorsal porque no sabe en que posición está.

• Signo vestibular: ladeo de la cabeza ipsolateral; camina en círculos cerrados ipsolaterales; nistagmos espontáneos.

• A nivel cerebeloso: temblores de la cabeza.

Muchas veces se acompaña de paresia (Ej.- procesos medulares que también comprimen vías motoras). Si hay mucha paresia la ataxia no se observa.

4.- REACCIONES POSTURALES

Demandan prácticamente el 100% del SN, de modo que si el animal realiza mal las pruebas no podemos saber que parte está afectada; no valen para ubicar la lesión. Ej.- en el salto para que lo haga bien tiene que ser consciente y tener la información propioceptiva completa. Sirven para detectar deficiencias leves a nivel neurológico. Debemos tener en cuenta dos factores muy importantes a la hora de realizar estas pruebas: el miedo del animal y el dolor del animal. Muchas veces las pruebas no salen por miedo o dolor, por lo que hay que repetirlas varias veces.

Propiocepción: se valora en los miembros anteriores y posteriores independientes. Estando el animal en estación, doblarle la mano para que apoye el dorso. En condiciones normales dará la vuelta rápidamente a la extremidad. Valorar si tarda más o menos.

Salto: se valora en los miembros anteriores y posteriores independientes, en las 4 extremidades de una en una. Consiste en poner al animal sujeto sólo sobre una extremidad y empujarle lateralmente. Cuando él nota la modificación del centro de gravedad dará un saltito para corregir la posición. Déficit en la:

Iniciación: tarda mucho, pero al final da el salto bien. Causa: problema en las vías ascendentes.

Continuación: rapidamente va a dar el salto, pero no lo da bien y va buscando la posición adecuada. Causa: problema en el procesamiento a nivel central o en el retorno por vía neural o vía placa neuromuscular.

Carretilla: sólo se hace en las extremidades anteriores (las dos a la vez). Levantar al animal por el abdomen levantando las dos extremidades posteriores y empujarle para que ande. Se puede coger el morro para que no vea por donde camina, pero a veces con esa posición le puede doler el cuello y se tira.

Impulso postural del extensor: solo se hace en las extremidades posteriores (las dos a la vez). Coger el animal por las extremidades anteriores e izarlo; al bajarlo, cuando llega a tocar el suelo da dos o tres saltitos hacia atrás para recuperar el centro de gravedad (normal). Lo anormal es que no haga nada, salte mal… ¡Cuidado! Justo cuando toca el suelo estira las extremidades posteriores y se queda rígido, pero eso es un reflejo y no se valora por lo que hay que repetir la prueba.

· Hemiestación: hacer caminar al animal con las dos extremidades de un lado. Es bastante incómoda para el animal y no suele hacer mucho.

· Ubicación táctil y ubicación visual: muchas veces no la hacen por miedo y además aprenden. En primer lugar realizar la prueba táctil: levantar al animal, taparle los ojos e ir bajándolo; cuando apoya las extremidades sobre la mesa las coloca bien. Visual: realizar la misma prueba pero sin tapar los ojos del animal.

5.- REFLEJOS ESPINALES

Sirven para diferenciar neurona motora superior de neurona motora inferior. Es fundamental hacer palpación del tono muscular: palpación del músculo y flexión/extensión de la extremidad para ver si el tono está aumentado, disminuido…

Propioceptivos o Miotaticos: la respuesta aferente viaja por la propiocepción. Ejemplo.- patelar (rodilla).

Nociceptivos: utilizan la vía aferente del dolor, por lo que requieren una sensación más o menos dolorosa.

De liberación: en condiciones normales no se manisfiestan; aparecen como consecuencia de lesiones en neurona motora superior.

Son complicados de obtener en pequeños animales porque requieren su participación. En perros depende mucho de la raza (extremidad más o menos larga o corta).

• BICEPS: reflejo propioceptivo de extremidad anterior; se obtiene mal.

• TRICEPS: reflejo propioceptivo de extremidad anterior; se obtiene mal.

• FLEXIÓN del MIEMBRO TORÁCICO: nociceptivo.

• CUADRICEPS = ROTULIANO = PATELAR: propioceptivo; en las extremidades posteriores.

• GASTRONEMIA: en el miembro posterior.

• TIBIAL CRANEAL: en el miembro posterior.

• FLEXIÓN del MIEMBRO PELVIANO

• CRUZADO del EXTENSOR: reflejo de liberación.

• PERINEAL: no tiene nada que ver con neurona motora superior e inferior.

• PANICULAR: no relacionado con neurona motora superior e inferior.

La médula se divide en:

• C1-C5

• C6-T2: C6, C7, C8, T1, T2. Plano braquial.

• T3-L3

• L4-S3

En las extremidades posteriores si tenemos signos de NMI L4-S3; si tenemos signos de NMS T3-L3.

	MIEMBROS
LESIÓN en	ANTERIORES	POSTERIORES
C6-T2	NMI	NMS
C1-C5	NMS	NMS
Proceso difuso que afecta a nervios periféricos	NMI	NMI

Signos:

· Lesión en NMI:

• Parálisis o paresia.

• Reflejos disminuidos o ausentes (hipo o arreflexia).

• Disminución o ausencia del tono.

• Parálisis flaccida.

• Atrofia muscular muy intensa, neurogénica.

· Lesión en NMS:

• Parálisis o paresia.

• Reflejos mantenidos o incluso incrementados (normo o hiperreflexia).

• El tono se mantiene o está aumentado.

• Parálisis espástica.

• Atrofia muscular lenta y leve (por falta de uso del músculo).

• Pueden aparecer reflejos de liberación.

Lesión a nivel:	Signos clínicos
CERVICAL	Tetraparesia de las 4 extremidades, afectación de NMS.
CERVICOTORÁCICO	Tetraparesia. Extremidad anterior con signos de NMI y extremidad posterior de NMS.
TORACOLUMBAR	Paraparesia de NMS, signos en extemidad posterior.
LUMBOSACRO	Paraparesia de NMI, en extremidades posteriores.
AFECTACIÓN DIFUSA DE NERVIOS PERIFÉRICOS	Tetraparesia de NMI en todas las extremidades.

Puede haber otra causa de disminución de reflejos sin afectación de neuronas motoras: afectación de neuronas sensitivas, produciéndose hiporreflexias sin trastorno motor (es bastante raro).

Reflejo de flexión del miembro torácico/pelviano: reflejo nociceptivo que se obtiene produciendo dolor en los pulpejos (pellizcar los dedos). El animal flexiona el miembro (retirada). A veces se usan pinzas.

Cuadriceps = Patelar = Rotuliano: golpear la articulación de la rodilla. Se produce la extensión de la extremidad. Hay que palpar muy bien el tono del músculo porque si está tenso no conseguiremos nada (tiene que estar relajado).

Cruzado del extensor: reflejo de liberación. Realizar el movimiento de flexión de una extremidad y ver si en el miembro opuesto (contralateral) aparece extensión. Es un signo de neurona motora superior.

Perineal: estimulación táctil de la zona perineal; en algunos animales es mejor la dolorosa (pellizco con pinzas). Produce la contracción del esfínter del ano y flexión ventral del rabo. Interés: tiene relación con la vejiga y la uretra; el reflejo perineal depende de S1, S2 y S3, de los que depende la NMI que inerva la uretra; nos permite diferenciar entre problemas de incontinencia urinaria de NMI y de NMS. Si falta el reflejo perineal debemos suponer que la NMI está afectada.

Panicular: nociceptivo. En lesiones intensas podemos hacerlo porque normalmente desaparece justo en el lugar de la lesión. Consiste en ir pellizcando con una pinza o con una aguja de craneal hacia caudal. Se produce la contracción del músculo cutáneo del tronco. Caudalmente a la lesión no aparece el reflejo y cranealmente a la lesión reaparece el reflejo.

Reflejo	Posición	Forma	Respuesta	Nervio	Segmento Medular
Biceps	Decúbito lateral Miembro relajado y no apoyado	Golpear tendón distal de inserción del bíceps y músculo braquial, en la parte interior del codo.	Flexión del codo	Músculo-cutáneo	C6-C8
Triceps	Decúbito lateral Miembro relajado y no apoyado	Golpear vientre del músculo, cerca de su origen distal al codo	Extensión del carpo	Radial	C7-T2
Flexión del miembro torácico		Presión de los dedos	Flexión de todas las articulaciones	Mediano, ulnar y lateral	C6-T2
Cuadriceps = Patelar = Rotuliano	Decúbito lateral Extremidad sostenida por la babilla y ligeramente flexionada	Golpear ligamento patelar	Extensión rápida del miembro, en la babilla	Femoral	L3-L5
Gastronemio		Golpear tendón proximal a su unión al calcáneo	Extensión del corvejón	Tibial
Tibial craneal	Corvejón levemente levantado	Golpear vientre del músculo	Flexión leve del corvejón	Peroneo
Flexión del miembro pelviano		Estimulación dolorosa de los dedos	Flexión del miembro	· Sensorial medial: femoral · Sensorial lateral: ciático	L3-L5 L6-S1
Cruzado del extensor		Realizar el de flexión	Extensió del miembro opuesto (signo de NMS)
Perineal (nociceptivo)		Estimulación táctil de la región perineal	Contracción esfínter anal y flexión ventral de la cola	Pudendo Caudal	S1-S3
Panicular (nociceptivo)		Pinchar piel del tronco entre T2 y sacro	Contracción músculo panicular en tronco dorsolateral		Respuesta eferente sale por C8-T1

6.- EVALUACIÓN SENSORIAL (de la sensibilidad)

Anestesia / Hipoestesia: depende del miedo del animal; cuando les duele dilatan las pupilas, pero las pueden tener dilatadas por el miedo. La valoración del dolor implica que quiera morder, se mueva hacia nosotros y nos mire, retire la pata…

Valoramos dos tipos de dolor:

• Superficial: pinchando la piel o pellizcando con un mosquito.

• Profundo: presionando las falanges de los dedos.

Gran parte de los problemas se deben a compresiones de la médula espinal. En la médula existen fibras ascendentes (propiocepción y nocicepción) y descendentes (neurona motora superior). Unas fibras son más sensibles a la compresión que otras.

Orden de afectación: (procesos compresivos leves más intensos)

• 1º Propiocepción: Ataxia.

• 2º Neuronas motoras: Paresia leve Intensa Parálisis (plejía)

• 3º Sensibilidad superficial: al pinchar la piel el animal no lo nota; mantiene la profunda.

• 4º Sensibilidad profunda. Cuando esta se ve afectada por un problema medular lo demás está afectado siempre. Esto nos sirve para dar un pronóstico.

Hiperestesias: el simple acariciado del animal en la zona le produce dolor. Afectación de las ramas nerviosas sensitivas irritación.

NERVIOS CRANEALES

Las alteraciones de los nervios craneales pueden deberse a lesiones ubicadas en el tronco cerebral, apareciendo entonces signos de alteración mental y de NMS, o en los nervios craneales, estando en este caso el animal alerta.

Muchas de las pruebas que se pueden realizar comprueban simultáneamente el funcionamiento de dos o más nervios craneales, debiéndose por lo tanto correlacionar los resultados de todas las pruebas realizadas, a fin de determinar qué nervios son normales y cuáles deficientes. En todo caso, se deben evaluar todos los nervios craneales bilateralmente.

Par I -olfatorio-: función sensorial de olfación. No se altera frecuentemente.

Pruebas:

Vendar los ojos y colocar comida enfrente para ver si la encuentra.

Comprobar si olfatea en la clínica donde haya habido otros animales, aunque un perro anósmico seguirá husmeando durane la investigación visual de su entorno.

Acercar una sustancia que tenga un olor muy intenso, pero que no sea irritante (alcohol o acetona) a la nariz, relamiéndosela el animal en caso de normalidad; no utilizar irritantes (éter, amoníaco) ya que irritan la mucosa nasal, dependiendo la respuesta del trigémino (V). ¡Cuidado! Lo aprenden.

Alteraciones: disminución - hiposmia - o ausencia - anormia - de la olfación. Normalmente se debe a lesiones que dañan la mucosa nasal (rinitis) y los receptores olfativos.

Par II -óptico-: función sensorial de la visión.

Pruebas:

Lanzar torundas de algodón para ver si las sigue con la vista.

Hacer caminar al animal en una habitación desconocida, colocando objetos para ver si los esquiva.

Respuesta de amenaza: comprueba el II y VII (facial); consiste en acercar la mano lentamente al ojo. Deberá cerrar los párpados. No se deben tocar las pestañas ni provocar movimientos de aire ya que la respuesta dependerá del trigémino (V). Puede ser negativa la prueba en animales jóvenes. También puede ser negativa por una lesión en otros lugares.

Alteración: ceguera parcial o total, chocando con objetos de una habitación no familiar.

· Foco de luz intensa en cada pupila: si parpadea a la luz intensa es que existe algo de visión, aunque déficit visual; en este caso se debe evaluar el reflejo pupilar, que comprueba los pares II, III (oculomotor) y VII (facial): si el defecto es del nervio óptico, al iluminar el ojo afectado no existirá reflejo directo ni consensual; si iluminamos el ojo sano existirán ambos reflejos. Si en ambos ojos hay un reflejo alterado, el problema estará en el nervio oculomotor.

Par III -oculomotor-: participa en el movimiento de los globos oculares.

Alteración: desviación del globo ocular (estrabismo) hacia abajo o los laterales; puede conllevar ptosis o caída del párpado; si están afectadas las fibras parasimpáticos del nervio aparece midriasis ipsolateral, sin responder a la luz, aunque con vista normal.

Par IV -troclear o patético-: participa en el movimiento de los globos oculares.

Alteración: estrabismo dorso-medial.

Par VI -abducens o abductor-: participa en el movimiento de los globos oculares.

Prueba: la retracción del globo ocular al tocar la córnea (con un algodoncito) - reflejo ocular-retractor - depende del abducens y del trigémino (V).

Alteración: estrabismo medial.

Par VIII -vestíbulo-coclear-: función sensorial de audición y equilibrio. Tiene dos partes, vestibular y coclear (audición).

Alteración: la lesión unilateral provoca desviación de la cabeza, marcha en círculos y nistagmos espontáneos.

Pruebas: la parte coclear del nervio, de la que depende la audición, se comprueba vendando los ojos y aplaudiendo por los laterales para ver si vuelve la cabeza u oreja al sonido -reflejo auditivo- (hacer un ruido intenso desde atrás).

El reflejo óculo-cefalogiro valora loa pares craneales III, IV, VI y VIII (movimientos oculares): al mover la cabeza a distintas posiciones se produce una desviación simétrica de ambos globos oculares, si bien puede alterarse si el animal intenta enfocar algún objeto. Si mantenemos la cabeza recta y levantamos la nariz, los ojos deben desviarse centralmente. Los nistagmos vestibulares fisiológicos (reflejo óculo-cefalogiro) son movimientos espasmódicos involuntarios y normales de los globos oculares cuando se mueve la cabeza, desapareciendo al parar el movimiento de la misma. Si se mueve a un lado existirá un nistagmo lateral con una fase rápida hacia el lado que se volteó; cuando se mueve hacia arriba existirá un nistagmo vertical con fase rápida hacia arriba, etc. La ausencia de movimientos del globo ocular puede ser debida a problemas de oído interno, centros vestibulares superiores, etc.

Más engorrosos de realizar son el nistagmo pos-rotatorio en el cual tras girar al animal rápidamente 30-60 segundos, se le detiene bruscamente debiendo aparecer un nistagmo en dirección contraria; y la prueba calórica en la que se introduce agua fría o caliente en el canal auricular durante 3-5 minutos, apareciendo un nistagmo fisiológico.

El nistagmo patológico o espontáneo es aquel que aparece sin provocarlo.

Par V -trigémino-: tiene una parte sensitiva que transmite la sensibilidad de la cabeza -cara, párpados, córnea, mucosa nasal, lengua e interior bucal-; la parte motora inerva los músculos de la masticación -temporales y maseteros-.

Pruebas: motora (abrir la boca del animal comprobando su resistencia) y sensorial (ligera presión sobre la mucosa nasal, con retirada brusca de la cabeza; depende sólo del V).

Alteración: la afectación unilateral de la parte motora provoca atrofia de los músculos inervados, disminuyendo el tono mandibular. Si es bilateral existirá incapacidad de cerrar la boca (valorar la resistencia del animal a que se le abra la boca). La sensitiva se manifiesta con hipoestesia y ausencia de reflejos y, también, hiperestesia en la neuralgia del trigémino.

Par VII -facial-: de él depende la motilidad de las orejas, labios y párpados (parte motora de la cara).

Pruebas del V y VII: al cosquillear/pellizcar la cara interna de las orejas, tocar el canto medial de los ojos o pinchar los labios existe un movimiento de los mismos. También valora ambos pares craneales el reflejo palpebral: respuesta de parpadeo al tocar el párpado con un pequeño objeto, haciéndolo desde atrás a fin de que no lo vea y parpadee anticipadamente. En el caso de responder a las 3 pruebas existe funcionamiento motor del facial y sensorial del trigémino. Para comprobar, en caso negativo, cual es deficitario, tocar la córnea con un hilo de algodón limpio -reflejo corneal- debiendo cerrar el párpado -sensorial por el trigémino y motor por el facial-, y retraer el globo ocular -reflejo ocular-retractor-, sensorial por el trigémino y motor por el abducens. Tocar la córnea con un algodoncito y la córnea se mete hacia dentro.

Alteración VII: caída de la oreja y labio, desviación de la nariz e incapacidad de cerrar el ojo. Si se afectan las fibras parasimpáticas, disminuye la secreción lacrimal cursando con queratitis seca -realizar la prueba de Schimer-; también disminuyen las secreciones salivales de las glándulas mandibulares y sublinguales. Parálisis de músculos de la cara y disminución de la secreción lacrimal.

Par IX -glosofaríngeo- y Par X -vago o pneumogástrico-: el IX es sensorial y motor de la faringe; el X es sensorial de laringe, faringe y vísceras torácicas y abdominales, motor de faringe y laringe, y aporta fibras parasimpáticas a las vísceras torácicas y abdominales. Preguntar ¿traga bien?

Pruebas: reflejo de deglución realizando una ligera presión externa en la garganta a nivel del hioides; producción de náuseas insertando un dedo en la región caudal de la faringe. Para comprobar el vago, también existe el reflejo óculo-cardíaco -comprueba el V y X- presionando los dos globos oculares (un rato), debiendo aparecer una bradicardia refleja.

Alteración: pérdida de la capacidad de tragar y regurgitar, incluso parálisis larígea.

Par XI -accesorio espinal-: inerva los músculos trapecio y esternocleidomastoideo del cuello.

Alteración: atrofia de los músculos inervados.

Par XII -hipogloso-: inerva los músculos linguales.

Pruebas: palpar la lengua para comprobar si existe atrofia, y observar si existe asimetría: desviación hacia el lado opuesto.

Alteración: parálisis lingual. Atrofia de la lengua en el lado afectado. Abrir la boca para ver como está la lengua y tirar de ella para ver si la retrae o no.

LÍQUIDO CEFALORRAQUÍDEO

Se debe evaluar siempre que existan datos clínicos que sugieran enfermedad del SNC. Ocasionalmente sirve para calcular el pronóstico de la enfermedad y la respuesta al tratamiento. Menos frecuentemente su abordaje se utiliza para el tratamiento del proceso o la realización de radiografías.

No se realizará cuando exista hipertensión craneal ya que la disminución local de la presión puede provocar una hernia del cerebelo a través del foramen magno y producir la muerte del animal.

Técnica (en el perro):

Se realizarán las precauciones preoperatorias normales de limpieza, desinfección… de la piel a puncionar, debiéndose sedar o anestesiar superficialmente al animal ya que cualquier movimiento brusco puede provocar daños irreparables.

En perros se realiza en la cisterna magna. No se punciona a nivel lumbar debido al pequeño tamaño del área subaracnoidea y a los arcos de las vértebras lumbares. En otras especies animales -vacuno, equino, ovino- se puede realizar en ambos lugares.

Se tumba al perro en decúbito lateral derecho, flexionando su cabeza hasta formar un ángulo recto con el eje mayor del cuello, elevando la nariz hasta que queda paralela con la mesa. De esta manera se aumenta el área de punción.

Se extrae un máximo de 4-5 mL -en gatos, máximo de 0,5 -1 mL, y en gatitos, 10-20 gotas- dejando que salga gota a gota, sin forzar la extracción con una jeringa.

Se saca pocas veces porque se trata de una técnica con riesgos, sólo se pueden sacar pequeñas cantidades (a veces insuficientes) y la analítica es complicada.

Analítica:

La analítica básica consistirá en un examen físico, un recuento total y diferencial de las células presentes, la determinación total y cualitativa de las proteínas y la determinación de glucosa.

En el caso de observarse anormalidades de la analítica básica se podrá realizar un cultivo bacteriano, una tinción de Gram, la determinación de cloruros, enzimas, etc.

Dentro del examen físico, se observará el color comparándose a un tubo con agua destilada, siendo en condiciones normales incoloro.

La aparición de un color rojo brillante puede ser debida a la contaminación con sangre de la punción: se centrifugará para observar el sobrenadante; el mismo debe ser incoloro, pudiendo aparecer amarillo, indicación de hemorragia anterior a la punción.

La aparición de un rojo oscuro o pardo indica una hemorragia crónica o traumatismo previo a la punción.

El color amarillo es debido a la existencia de bilirrubina por la destrucción de eritrocitos en el espacio subaracnoideo: sugiere hemorragia, alteración de la permeabilidad de la BHE con llegada de pigmentos o ictericia.

Respecto a la turbidez (refractometría) el LCR es transparente, pudiendo aparecer turbidez debido a una elevación de las células - >500/microL - por una infección aguda de las meninges. Puede incluso ser ligeramente purulento. Se debe excluir la turbidez por hemorragia debida a la punción.

El LCR no debe coagular tras su extracción, coagulando si existe un aumento del fibrinógeno debido a una meningitis supurativa aguda o por hemorragia -incluida por punción-.

El recuento celular total se realizará inmediatamente ya que las células degeneran rápidamente al ser el LCR pobre en proteínas. El recuento se hace en hemocitómetro de manera similar a los recuentos de células sanguíneas. La cantidad normal es menos de 5 leucocitos/microlitro -normalmente linfocitos pequeños-. El aumento de células nucleadas o pleocitosis es indicativo de inflamación o irritación de las meninges del cerebro o la médula espinal. En caso de observarse pleocitosis realizar un contaje diferencial. Se pueden observar neutrófilos en las infecciones y hemorragias; linfocitos en infecciones virales, crónicas, fúngicas o trastornos tóxicos como la uremia; igualmente son observables células neoplásicas. Hacer extensiones (tinción).

Las proteínas presentes en LCR en condiciones normales son albúminas, a una concentración de 12-40 mg/dl. Un aumento de las proteínas puede deberse tanto a causas inflamatorias como no inflamatorias del SNC, pudiéndose medir niveles superiores a 100 mg/dl por tiras de orina. Un aumento de las globulinas se producirá en inflamaciones, aumento de la permeabilidad capilar, hemorragias, o por la punción. La concentración de proteínas es muy pequeña y para su determinación no nos sirven las técnicas para plasma (porque hay muchas más); se pueden usar tiras de orina para hacer una valoración semicuantitativa.

La glucorragia suele ser el 60-70% de la glucemia, dependiendo por lo tanto de esta última y debiéndose determinar ambas a la vez; igualmente puede variar por alteraciones de la permeabilidad de la BHE y la presencia o ausencia de microorganismos glucolíticos. Se encontrará hipoglucorraquia en infecciones piógenas (bacterias que usan glucosa) agudas e hipoglucemias, e hiperglucorraquia en hiperglucemias, siendo leve en encefalitis, compresión medular, tumores y abscesos cerebrales, por aumento de la permeabilidad.

PRUEBAS LABORATORIALES: PROTEÍNAS PLASMÁTICAS

Determinación de las proteínas del plasma y de cualquier líquido orgánico. Las proteínas plasmáticas son los componentes mayoritarios del plasma sanguíneo después del agua (93%), están disueltas en él. Se clasifican en:

• Albúmina 40-60%

• Globulinas 40-60%

Puede haber variaciones dependiendo de la edad, estado fisiológico…; pero el cociente albúmina/globulina siempre debe ser " 1 en condiciones normales.

Las globulinas son un grupo muy heterogéneo de proteínas que por electroforesis se diferencian en tres grupos: , , . Con excepción del grupo , que son inmunoglobulinas (anticuerpos), el resto ( y ) son sintetizadas por el hígado. Las -globulinas son sintetizadas por linfocitos B diferenciados en células plasmáticas. Hay que tener en cuenta este origen para interpretar modificaciones de sus porcentajes normales. Las albúminas también se sintetizan en hígado.

Existe un complejo sistema neuroendocrino regulador que mantiene cada proteína en una cantidad determinada para que cumplan su función.

Funciones de las proteínas plasmáticas:

• Fuente de aminoácidos.

• Equilibrio hídrico, mediante la regulación de la presión osmótica.

• Equilibrio ácido-base (función tampón).

• Participan en la coagulación (factores de coagulación, enzimas).

• Participan en la función defensiva (inmunoglobulinas)

• Muchas  y  globulinas son lipoproteínas porque transportan lípidos; otras transportan Fe, Cu, etc.

DETERMINACIÓN DE LAS PROTEÍNAS TOTALES

Prueba que se incluye en cualquier análisis de sangre sistemático. Es una determinación sencilla de realizar. Se pueden determinar las proteínas totales

• plasmáticas: cuando se determinan en plasma (obtención a partir de sangre sin coagular - con anticoagulante). Siempre será algo superior, porque contiene las proteínas de la coagulación.

• séricas: cuando se determinan en suero (a partir de sangre coagulada).

Existen variaciones en la cantidad de proteínas totales en función de la edad, pero suele estar entre 5- 7,5 (" 6) g/dl.

Indicaciones: cualquier proceso que afecta al aporte, eliminación o regulación de estas proteínas. Ej.- alteración hepática, inmunodeficiencia, alteración renal (pérdidas), alteración endocrina, infecciones, hemorragias, alteración de la coagulación…

· MÉTODOS QUÍMICOS

1.- Método de Biuret: colorimétrico; formación de complejos azulados de los péptidos unidos al cobre del reactivo de Biuret. El color es proporcional a la cantidad de proteínas de la muestra. Es un método de gran exactitud para valorar proteínas entre 1-10 g/dl. Quedan englobadas las concentraciones normales de proteínas en suero. Cuando aumenta la concentración de proteínas (14, 16…), tenemos que diluir la muestra para que la técnica sea precisa.

• Monotest (bioquímica seca).

• Métodos automáticos.

2.- Método de Lowry: para determinar proteínas por debajo de 1 gr/dl. Es un método colorimétrico más sensible, que consiste en la reacción de los grupos fenoles de las proteínas (Try y Tir) con el reacivo de Lowry, dando un color azulado. Se usa para orina, LCR, líquido sinovial…

3.- Métodos de precipitación: para separar proteínas. Añadir aniones o cationes que precipitan a las proteínas catiónicas o aniónicas. Luego se filtran estas soluciones precipitadas y obtenemos algunas proteínas.

· MÉTODOS FÍSICOS

1.- Refractometría: determinar el índice de refracción de la luz que atraviesa una solución de proteínas; el índice de refracción de la luz que atraviesa una solución de proteínas es proporcional a su concentración. Entre dos prismas se introduce una cantidad de muestra y se hace atravesar un haz de luz que sufre una desviación en función de la cantidad de sustancias disueltas; en una escala determinada vemos donde se produce esta desviación y obtenemos la proporción de proteínas de la muestra. Refractómetro de mano: tiene dos escalas, para determinar proteínas y densidad. Este método no es tan exacto y preciso como el de Biuret, pero es suficientemente válido para ser utilizados con fines clínicos.

Precauciones: la muestra debe estar a 20º C (no usar plasma directamente de la nevera porque dará error). Además, previamente el refractómetro debe estar calibrado (se calibra frente al agua destilada.- enrasar el índice de refracción a la línea de refracción del agua, un poquito por encima del 0). También, tener en cuenta que el suero/plasma hemolizado o hiperlipémico da errores (plasma rojo o blanquecino); sólo se podría admitir un pequeño grado de hemólisis.

VALORACIÓN DEL FIBRINÓGENO

1.- Refractometría: obtener dos muestras, una con anticoagulante y la otra sin anticoagulante; valorar las proteínas totales en suero y plasma y la diferencia será fundamentalmente el fibrinógeno (0,4-0,5 g/dl en condiciones normales). Su proporción aumenta en procesos inflamatorios agudos (en équidos y vacuno se emplea rutinariamente como orientación para saber que el animal tiene un proceso agudo; en équidos es incluso más sensible que la fórmula leucocitaria).

También se pueden determinar las proteínas totales sólo en plasma y luego meter ese plasma en una estufa a 57º C durante 3-4 minutos; el fibrinógeno precipita y se vuelve a valorar la proporción de proteínas totales; la diferencia será el fibrinógeno.

VALORACIÓN DE LA ALBÚMINA

1.- Reacción de verde bromocresol (método colorimétrico).

Su determinación se incluye en cualquier análisis rutinario. Determinando las proteínas totales y la albúmina, por diferencia, podemos conocer la proporción de GLOBULINAS.

Cuando el COCIENTE ALBUMINA/GLOBULINA se aleja de la normalidad porque aumenta o disminuye (más frecuente) estamos ante una disproteinemia. Interesa averiguar que fracciones modifican ese cociente. Cuando aumentan o disminuyen las proteínas pero el cociente es normal, albuminas y globulinas habrán aumentado o disminuido proporcionalmente; se trata de modificaciones relativas, por aumento de líquido (hemodilución) o pérdida de liquido (hemoconcentración).

VALORACIÓN DEL PROTEINOGRAMA

Cuantificación de las distintas fracciones proteicas. Indicado cuando existe dispreteinemia; con fines diagnósticos y pronósticos. También es útil para estudiar la evolución de una enfermedad que cursa con disproteinemia. Las alteraciones patológicas siempre preceden a los síntomas y además desaparecen antes los síntomas que las alteraciones patológicas. Ej.- leishmaniosis canina.

ELECTROFORESIS

Separación de las proteínas al someterlas a la acción de un campo eléctrico. La dirección (sentido) y tasa de migración (velocidad) dependerá de la carga (positiva o negativa) de la proteína, de la intensidad del campo eléctrico y del medio soporte (interpretación). En función del soporte conseguiremos más o menos separación entre las distintas fracciones proteicas; el más empleado es el Acetato de celulosa (celogel). Necesitamos conocer el pH, el soporte y la intensidad o voltaje para interpretar correctamente un proteinograma.

· Electroforesis en acetato de celulosa: se trabaja a pH de 8,6 (todas las proteínas se cargan negativamente y migran al ánodo o polo positivo, por lo que la aplicación debe realizarse lo más cerca del cátodo posible). Voltaje de 200 V durante 20-30 minutos. Se consigue separar las proteínas en al menos cuatro fracciones:

Las que más emigran, mayor velocidad: Albúmina.

Fracción .

Fracción .

Fracción  (casi sin migración).

En función de la especie animal podemos tener distintas subfracciones que pueden ser includo dos de cada.

Este soporte se usa porque:

• Nos permite esta separación.

• Una vez realizada la migración estas proteínas se pueden fijar al papel, se pueden teñir y después esta tira puede ser transparentizada (papel transparente donde sólo vemos las bandas de proteínas); esto permite que se conserve muy bien. En esta tira transparentizada, a través de un fotodensitómetro (colorímetro adaptado) podemos leer el color: nos da un porcentaje y además una gráfica. Este aparato considera que la suma de todas estas fracciones es el 100%; después, determina el % de cada fracción. Para interpretar correctamente estos valore vamos a considerar las proteínas totales. Ej.- 8 g de proteínas con una regla de tres, si el 50% son albúminas, tendremos 4 g de albúminas.

Valores normales: proteínas totales " 6 g/dl; albúmina 3-3,5 g/dl.

ANALÍTICA DEL SISTEMA ENDOCRINO

Desórdenes endocrinos - variedad de signos clínicos:

• Disfunción de otros sistemas orgánicos.

• Signos clínicos comunes a distintos trastornos endocrinos.

Ej.- síndrome PU/PD en hiperadrenocorticismo, hipoadrenocorticismo, diabetes mellitus, diabetes insípida, hipertiroidismo.

Ej.- alteraciones dermatológicas similares.

El diagnóstico siempre requiere un análisis hormonal.

Evaluación laboratorial del sistema endocrino:

Evaluación de su efecto sobre otros sistemas orgánicos.

Determinación directa de la secreción hormonal específica.

Pruebas dinámicas:

Estimulación hormonal o metabólica.

Supresión.

Utilidad del laboratorio: diagnóstico, valoración del pronóstico y seguimiento del tratamiento.

1.- EVALUACIÓN DE SU EFECTO SOBRE OTROS SISTEMAS ORGÁNICOS:

Hemograma

Bioquímica

Análisis de orina

Existe una serie de alteraciones que se presentan con una mayor frecuencia cuando el animal padece una determinada enfermedad endocrina. Ejemplos: hipercolesterolemia en hiperadrenocorticismo e hipoteroidismo; hiperglucemia y glucosuri en diabetes mellitus.

Permite valorar el estado del animal en el momento del diagnóstico, el funcionamiento de los distintos órganos y ver si es recomendable iniciar un tratamiento.

2.- DETERMINACIÓN DIRECTA DE LA SECRECIÓN HORMONAL:

Limitaciones:

• Secreción es episódica (a picos): dificultad para diagnosticar un hiper/hipo.

• Vida media plasmática corta: el efecto de la secreción episódica es aún mayor.

• Pérdida de ritmos circadianos: cuando existe un trastorno en la función endocrina. Ej.- máxima secreción de cortisol por la mañana en el perro en condiciones normales; en caso de hiperadrenocorticismo se altera.

Aún así, la determinación de las hormonas resulta útil para determinar algunas patologías.

Determinación hormonal directa. Ejemplo.- Tiroxina: aumenta en hipertiroidismo y disminuye en hipotiroidismo + TSH (factor estimulante hipofisario) aumenta en hipotiroidismo primario y disminuye en hipotiroidismo secundario.

Determinación hormonal + metabolito implicado en su control. Ejemplo.- Hipoglucemia + aumento de insulina hiperinsulinismo. Ejemplo.- Ca + PTH: disminución del Ca y de PTH en hipoparatiroidismo; disminución del Ca y aumento de PTH en hiperparatiroidismo secundario (porque trata de compensar una hipocalcemia previa); aumento del Ca y de PTH en hiperparatiroidismo primario; aumento del Ca y disminución de PTH en hipercalcemia de la malignidad (otro origen).

Determinación del metabolito dependiente de la secreción hormonal. Ejemplo.- somatomedina C (dependiente de GH) aumenta en acromegalia y disminuye en caso de enanismo hipofisario.

3a.- PRUEBAS DINÁMINAS: ESTIMULACIÓN

Sometemos al órgano endocrino a un estímulo positivo. Lo normal es que aumente la secreción del producto final dentro de un rango de normalidad.

Permite diagnosticar:

• Hiperfunción endocrina: hipersecreción (neoplasia/hiperplasia).

• Hipofunción endocrina: hiposecreción/hipo-respuesta.

I. Hormonal: administración de la hormona trófica específica que controla la secreción del producto final.

Ejemplo: estimulación de las glándulas adrenales con ACTH secreción de cortisol.- hiperadrenocorticismo, normal, hipoadrenocorticismo o hiperadrenocorticismo iatrogénico.

II. Fármacos con efecto estimulante: Ejemplo.- agonistas alfa-adrenérgicos secreción de hormona del crecimiento; alteración: enanismo hipofisario (disminución).

III. Estímulos metabólicos: Ejemplo.- privación de agua secreción ADH / concentración urinaria. Diabetes insípida. Ejemplo.- tolerancia a la glucosa secesión de insulina / normoglucemia. Diabetes mellitus.

3b.- PRUEBAS DINÁMINAS: SUPRESIÓN

Sometemos al órgano endocrino a un estímulo inhibidor. Lo normal es que se produzca la supresión de la secreción del producto final. En caso de hiperfunción, habrá ausencia de la supresión de la secreción del producto final.

Ejemplo.- supresión con dexametasona a dosis bajas secreción de cortisol. En hiperadrenocorticismo, los valores posteriores serán siempre altos.

Ejemplo.- supresión con dexametasona a dosis altas secreción de cortisol. En hiperadrenocorticismo dependiente de la pituitaria disminuye la secreción de cortisol por inhibición, pero se el hiperadrenocorticismo se debe a un tumor adrenal funcional, no se consigue disminuir la secreción de cortisol.

Toma de muestras

Factores a tener en cuenta:

· Tipo de muestra: SUERO (sangre sin anticoagulante); excepciones: para ACTH se necesita plasma con EDTA; para el cortisol se debe tomar la muestra con anticoagulante y centrifugar rápidamente porque en algunos animales se adhiere a los eritrocitos. Si se utiliza plasma con heparina se forman precipitados de fibrina que pueden taponar la punta de la pipeta. El plasma con EDTA no es recomendable para métodos de quimioluminiscencia.

· Actividad de las enzimas proteolíticas (proteolisis): atacan a la ACTH, insulina, PTH y ADH, por lo que sus valores pueden haber disminuído mucho por acción de esas enzimas. Para disminuir su acción se puede refrigerar la muestra y/o utilizar inhibidores de las proteasas (aprotinina).

· Hemólisis y lipemia: no suelen dar problemas por medio del RIA, pero sí cuando se utilizan métodos colorimétricos; es mejor intentar evitarlo.

· Tubos separadores de suero: al centrifugar queda un gel entre el suero y los eritrocitos; pero algunos procedimientos que utiliza el RIA pueden verse afectados.

· Tubos de vidrio: la ACTH se adhiere al vidrio por lo que no se pueden usar.

· Temperatura: algunas hormonas se degradan cuando las condiciones de transporte no mantienen la refrigeración. Ej.- ACTH, T3: 22-24º C. Aldosterona, cortisol, insulina, T3 y T3 libre: 37º C. Algunas homonas se degradan a temperaturas de refrigeración, las muestras deben ser congeladas. Ej.- PTH, ADH. En algunos casos las concentraciones aumentan. Ej.- T4 libre (se suelta la que está unida a proteínas).

· Contenedores: cajas de poliestireno con bolsas de gel congeladas (Tª refrigeración) o en hielo seco (congelada).

PRUEBAS LABORATORIALES de HEMOGRAMA, HEMOSTASIA y MÉDULA ÓSEA.

· Extracción de sangre según especies:

	Si necesitamos poca sangre:	Para cantidades más importantes de sangre:
ÉQUIDOS	Borde interno de la oreja Mucosa de los labios	Vena yugular (con cánula)
RUMIANTES	Borde interno de la oreja	Vena yugular (con cánula) Vena mamaria (buena vía) Vena safena Vena inferior de la cola (con sistema de vacío)
CERDOS	Vena medial de la oreja Corte en la punta de la cola (contaminación)	Vena cava craneal
PERROS	Corte en el borde de la oreja Mucosa labial	Vena safena (con jeringa) Vena cefálica “ Vena radial “
GATOS	Punción en pulpejos digitales Corte en el borde de la oreja	Vena radial Vena safena

ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN:

• Conejo y cobayos: vena de la oreja.

• Hámster y Jerbo: seno retroorbitario.

• Ratón y Rata: vena de la cola (difícil) y seno retroorbitario (en la rata es un plexo).

*** El seno retroorbitario tiene distinta localización según la especie. Hay que introducir un capilar de microhematocrito entre el globo ocular y el párpado inferior buscando el seno; se presiona y sale sangre. El útil pero feo de ver.

AVES:

• Corte en la cresta o barbillas.

• Vena safena.

· Anticoagulantes:

HEPARINA: sal sódica, amónica, cálcica o de litio. Se usa de rutina. Hay que tener en cuenta que si usamos la sal sódica, la cantidad de sodio estará alterada; ocurrirá lo mismo con el litio, calcio…

Dosis: 0,1-0,2 mg/ml de sangre (bañar la aguja y la jeringa con heparina)

No produce hemólisis (no altera la presión osmótica).

La sal de litio no interfiere en la determinación del Ca, Na o urea.

Interés en bioquímica.

Caro

Altera la tinción del frotis (glóbulos rojos azulados).- como la tinción siempre es la misma nos acostumbramos a que los GB estén un poco azulados. Facilidad: todo se saca con heparina, así no hay confusión.

Retrasa la coagulación pero no l a evita (comienza a coagular ± a las 10 horas). No evita la agregación plaquetaria.

EDTA: ácido etilen-diamino tetracético. Sales sódicas, dipotásicas y tripotásicas (esta última es la más soluble y la más usada). Su acción anticoagulante se basa en su capacidad para quelar el Ca.

Dosis: 2 mg/ml de sangre (los tubos vienen ya con el anticoagulantes y con la marquita de hasta donde cargar la sangre).

Bueno para estudios celulares.

Alteración significativa de la presión osmótica (crena GB.- hace que se arruguen).

La sal sódica no sirve para valorar Na ni fosfatasa alcalina (porque se combina con el Mg necesario para activar la enzima).

La sal potásica no se usa para valorar potasio.

OXALATO AMÓNICO-POTÁSICO: relación 2/3 (amónico/potásico). El amónico favorece la entrada de agua en el GR y el potásico extrae agua de GR.

Dosis: 2 mg/ml de sangre.

Es más barato que el EDTA.

Produce poca hemólisis.

No evita la agregación plaquetaria (tampoco la evita la heparina).

Es tóxico (no usar nunca para una transfusión).

CITRATO SÓDICO: no es un anticoagulante rutinario. Se usa en pruebas de coagulación. Ej.- 1 parte + 4 partes de sangre para la velocidad de sedimentación; 1 parte + 9 partes de sangre para pruebas de coagulación. Lo defina la técnica a utilizar.

SANGRE

• Sin anticoagulante SUERO (faltan las proteínas de la coagulación).

• Con anticoagulante FROTIS (1 gota), HTO. Siempre hay que mover bien la sangre (con mimo) antes de hacer una prueba. CENTRIFUCACIÓN (RESTO DE LA SANGRE) 1500-2000 rpm, 10-15min PLASMA (bioquímica) ALMACENAMIENTO: 4 días a 4º C (¡con matices!!!) 1 semana a -4º C o más tiempo a -15, -20 o hasta -80º C.

El plasma se debe separar lo antes posible del precipitado (GR, GB y plaquetas), porque las células siguen con su metabolismo.

Hematocrito (Hto; VPC (PCV) = volumen del paquete celular)

Proporción de la sangre que ocupan los hematíes. Unidades en %. Técnica del microhematócrito (error = ± 1%). Cuando se hace manual conviene que siempre lo haga la misma persona (para que el error no sea mayor).

Plasma

· Color amarillo

• El plasma de caballo es de color amarillento en condiciones normales.

• En el resto de especies será un plasma ictérico.

· Plasma hemolítico

• Color más o menos rosa (no podemos decir que haya una hemólisis porque la hemos podido provocar nosotros, el que sacó la sangre…).

· Plasma lipémico

• Más o menos blanquecino y no transparente.

· Policitemia

• Columna de GR más alta de lo normal para esa especie.

· Anemia

• Columna de GR más corta de lo normal para esa especie.

Hemoglobina

Método de la cianometahemoglobina. Se añade un hemolizante para producir la lisis de los GR liberación de la hemoglobina se oxida a metahemoglobina reacciona con la cianida forma estable de la cianometahemoglobina.

Unidades: gr/dl (11-15 según la especie).

• Disminución: hemorragias crónicas, anemias crónicas, hemólisis agudas, piroplasmosis, venenos hemáticos, etc.

• Incremento: pérdida de líquido (falta de ingesta, sudoración profusa, diarrea, vómito…), policitemia vera (eritrocitosis), redistribución (respuesta orgánica a una hemorragia (contracción esplénica).

CÉLULAS

Siempre que se saca sangre hay un cierto grado de activación plaquetaria (el anticoagulante corta esa activación). En las primeras etapas de formación del coágulo hay activación plaquetaria emisión de pseudópodos (patitas). Si hay muchas plaquetas con pseudópodos significará que hay problemas en la extracción.

Glóbulos rojos

- RECUENTO DE GR -

Nº de células (millones) / mm3 (= microlitro)

• Técnica manual: contado en cámara.

• Técnica automática.

Variaciones fisiológicas:

• Edad: + en la juventud.

• Sexo: + en hembras.

• Raza: + en razas puras.

• Ayuno: ligero aumento.

Aumentado:

• Avitaminosis.

• Poliglobulia (eritrocitosis; policitemia):

• Policitemia vera.

• Deshidratación: pérdida de líquido (vómito, sudoración, diarrea) o falta de ingesta.

• Tétanos.

Disminuido: anemia.

- FORMA Y TAMAÑO -

· Anisocitosis: diferencia de tamaño de los glóbulos rojos.

• Microcitosis: menor tamaño de lo normal.

• Normocitosis: tamaño normal.

• Macrocitosis: mayor tamaño de lo normal.

· Poiquilocitosis: diferencias en la forma de los glóbulos rojos.

· Signos de inmadurez:

• Eritroblastos = GR nucleados.

• Reticulocitos = GR inmaduros (restos de núcleo a modo de hilitos).

• Policromatóficos (cuando son abundantes.- policromasia) = GR grandes con citoplasma gris-azulado.

Glóbulos blancos

Nº de células (miles) / mm3 (= µL)

• Técnica manual.

• Técnica automática (suele dar problemas).

TIPOS:

• Linfocitos

• Monolitos

• Eosinófilos

• Basófilos

• Neutrófilos

Incremento = Leucocitosis (número total, sin diferencial qué tipo que ha aumentado)

• Infecciones (localizada o generalizada)

• Intoxicaciones (metabólica, química)

• Necrosis tisular (infarto, quemaduras, gangrena, neoplasia)

• Hemorragia y hemólisis agudas, por contracción esplénica (mecanismo compensador).- leucocitosis reactiva.

· Desviación a la izquierda (muchas células jóvenes) = proceso agudo.

· Desviación a la derecha (células maduras, más viejas) = proceso crónico.

Fisiológica: ejercicio vigoroso, crisis convulsivas, excitación, temor, dolor, digestión, preñez.

Disminución = Leucopenia

• Infección:

• Vírica (no todas ni en todos los momentos): panleucopenia felina, moquillo canino…

• Bacteriana

• Rickettsias

• Protozoos

• Secuestro de GB en capilares pulmonares, hígado y bazo.

• Shock: endotóxico, séptico, anafiláctico.

• Alteraciones de la médula ósea: aplasia, displasia.

• Agentes químicos (destrucción de glóbulos blancos).

Linfocitosis (aumento de linfocitos)

• Tras vacunación

• Infección crónica

• Hipersensibilidad

• Enfermedad autoinmune

Linfopenia (disminución de linfocitos)

• Redistribución celular asociada a corticosteroides, hiperadrenocorticismo y estrés sistémico.

• Lisis (destrucción): moquillo canino, hepatitis infecciosa canina, radiación.

Monocitosis (aumento de monolitos)

• Corticosteroides

• Estrés

• Durante la fase de recuperación: fases tardías de la enfermedad aguda y en todos los padecimientos supurativos crónicos.

• Inflamaciones granulomatosas: tuberculosis, brucellosis, micosis, protozoos.

Monocitopenia

Sin interés.

Basoficia (aumento de basófilos): normalmente no se ven en los recuentos celulares.

• Asociada con eosinofilia: dirofilariasis y enfermedad respiratoria crónica.

• Asociada con eosinopenia: hiperadrenocorticismo en perro.

• Hipotiroidismo.

Neutrofilia (aumento de neutrófilos)

• Fisiológica: los perros y los gatos tienen más neutrófilos que el resto de tipos celulares. Cada especie tiene un patrón distinto.- en rumiantes el número de neutrófilos y linfocitos es bastante similar mientras que en caballos el patrón es claramente linfocítico.

• Patológica:

• Enfermedades infecciosas

• Enfermedades inflamatorias

• Intoxicación

• Tumores

• Enfermedad del SNC

• Reacciones inmunológicas

• Posthemorrágica

• Anemia hemolítica

• Leucemia mieloide

• Leucemis linfártica con neutrofilia

• Etc.

Neutropenia

• Infecciones víricas (parvovirus, peste porcina)

• Sepsis (algunas fases, sobretodo terminales)

• Algunas enfermedades protozoarias (toxoplasmosis)

• Algunas ricketssiosis

• A veces en lupus eritematoso (LES)

• Citoplasia y esclerosis de médula ósea

• Neutropenia cíclica del Collie gris

Eosinofilia (aumento de eosinófilos)

• Alergias

• Parasitismos

• Miositis, gastroenteritis, neumonía eosinofílica

• Convalecencia tras infecciones

Eosinopenia (disminución de eosinófilos) poco significativa.

• Shock

HEMOSTASIA

Mecanismos hemostáticos:

• Plaquetas tapón plaquetario.

• Factores de la coagulación coágulo de fibrina.

• Sistema fibrinolítico disolver el coágulo.

• Vaso sanguíneo retención de la sangre.

Normal: tapón de red fibrina con plaquetas y factores de la coagulación.

Trombocitopenia: se forma el coágulo pero hay pocas plaquetas, por lo que hay filtraciones de sangre por esos huecos; en ningún momento deja de producirse el sangrado y aparecen petequias y equimosis.

Coagulopatía (problema en factores de la coagulación): Se forma el tapón con las plaquetas y la red de fibrina, pero no se estabiliza. El coágulo de fibrina queda blando y no es suficientemente fuerte para aguantar la presión. Al principio no sale sangre porque se tapa la herida pero llega un momento en que se rompe y se produce un sangrado típico de golpe.

Plaquetas

· Función normal: tapón plaquetario.

· Medios de evaluación:

• Cantidad de plaquetas: trombocitopenia / trombocitosis

• Recuento plaquetario

• Estimación de plaquetas

• Función plaquetaria: disfunción plaquetaria

• Tiempo de sangría.

Factores de la coagulación

· Función normal: coágulo de fibrina.

· Medidas de evaluación: actividad del factor.

• TCA o APTT (tiempo de coagulación activado o tiempo parcial de tromboplastina activada) vía intrínseca.

• TP (tiempo de protrombina) vía extrínseca.

• Dosificación de factores.

Coagulopatía.

Sistema fibrinolítico

· Función normal: disolución del coágulo.

· Medios de evaluación:

• PDF (productos de degradación del fibrinógeno)

• Pdf (productos de degradación de la fibrina)

Coagulopatía de consumo (CID).

Vaso sanguíneo

· Medios de evaluación: integridad vascular; histopatología.

Vasculopatías.

MÉDULA ÓSEA

Lugares anatómicos donde realizar la función:

PERRO y GATO

• Húmero: porción proximal

• Fémur: porción proximal.

• Ileon: cresta dorsal o cara lateral. En gatos no se aconseja.

Pinchar, aspirar, extensión en porta resbalando un porta sobre el otro y tinción.

Información obtenida de la evaluación de frotis medulares:

Cuantificar la celuridad del frotis (muchas/pocas células).

Determinar el recuento diferencial de las tres líneas: mieloide, eritroide, linfoide.

Calcular la proporción mieloide/eritroide.

Verificar si la maduración de cada línea celular es ordenada y completa.

HIPOPLASIA.- disminución generalizada de células o de una determinada serie. Si es generalizada, se acompaña de disminución en sangre periférica (pancitopenia). Ej.- erlichiosis canina, leucemia felina, panleucopenia.

APLASIA.- falta de producción de células. Médula casi sin células. Ej.- infección viral, fármacos tóxicos, radiaciones.

HIPERPLASIA.- no es frecuente. Suele ser por reacción medular:

• Anemia: hiperplasia eritroide.

• Procesos inflamatorios: hiperplasia granulocítica.

• Trombocitpenias: hiperplasia megacariocítica.

• Demanda de macrófagos: hiperplasia de monocitos.

III

II

I

4

2

1

3

Intensidad de los síntomas

Tiempo

NMI

NMS