Esterilización y desinfección de instrumentos de laboratorio

Materiales infectados. Calor. Desinfectantes. Filtración. Tratamiento. Eliminación. Incineración

  • Enviado por: Rafael
  • Idioma: castellano
  • País: España España
  • 18 páginas
publicidad
cursos destacados
Curso de Handling
IEEF
El volumen de vuelos se aumenta, y también se aumentan las salidas para profesionales del sector aeroportuario. El...
Solicita InformaciÓn

Curso Superior de Desarrollo Directivo
Centro de Estudios Financieros, CEF.-
Si ya posees un Máster oficial o profesional relacionado con la dirección de un negocio y deseas completar tu...
Solicita InformaciÓn

publicidad

ESTERILIZACIÓN, DESINFECCIÓN Y TRATAMIENTO DE LOS

MATERIALES INFECTADOS

INDICE

Introducción ...................................................................................................................................... pag 1

  • Esterilización .............................................................................................................................. pag 1

  • Calor al rojo .............................................................................................................................pag 1

  • Calor seco ............................................................................................................................... pag 1

  • Carga ............................................................................................................................. pag 1

  • Tiempos y temperaturas de carga .................................................................................. pag 1

  • Control de los esterilizadores de aire caliente ......................................................................... pag 2

  • Vapor a presión ....................................................................................................................... pag 2

  • Carga del autoclave ....................................................................................................... pag 2

  • Tipos de autoclave ........................................................................................................ pag 2

  • Olla a presión (instrucciones) .................................................................................... pag 3

  • Autoclaves con eliminación del aire por desplazamiento de la gravedad.................. pag 3

  • Pruebas de eficacia del autoclave .................................................................................. pag 4

  • Protección personal ....................................................................................................... pag 5

  • Tyndallización ......................................................................................................................... pag 5

  • Filtración ................................................................................................................................. pag 6

  • Tipos de filtros .............................................................................................................. pag 6

  • Desinfección .............................................................................................................................. pag 6

  • Tipos de desinfectantes y usos en el laboratorio .................................................................... pag 7

  • Fenoles líquidos ............................................................................................................ pag 7

  • Hipocloritos .................................................................................................................. pag 7

  • Aldehidos ...................................................................................................................... pag 8

  • Alcohol y mezclas de alcoholes .................................................................................... pag 8

  • Compuestos de amonio cuaternario .............................................................................. pag 8

  • Iodoforos ....................................................................................................................... pag 8

  • Compuestos mercuriales ............................................................................................... pag 9

  • Precauciones con el uso de desinfectantes .............................................................................. pag 9

  • La comprobación de los desinfectantes en el laboratorio ....................................................... pag 9

  • Ensayos de los fabricantes ............................................................................................ pag 9

  • Prueba de capacidad de Kesley - Sykess ..................................................................... pag 10

  • La prueba de estabilidad ............................................................................................... pag 11

  • La prueba de utilización ................................................................................................ pag 11

  • Método ....................................................................................................................... pag 11

  • Resultados .................................................................................................................. pag 11

  • El uso de desinfectantes en hospitales .................................................................................... pag 12

  • Tratamiento y eliminación de los materiales infectados ............................................................ pag 12

  • Recipientes para material infectado desechado ...................................................................... pag 12

  • Cestos y bolsas de un solo uso ................................................................................................ pag 13

  • Vasijas de desechos ................................................................................................................. pag 13

  • Elección del recipiente .................................................................................................. pag 13

  • Dilución correcta ........................................................................................................... pag 13

  • Uso razonable ................................................................................................................ pag 13

  • Vaciado regular ............................................................................................................. pag 14

  • Vasijas de desecho secas ......................................................................................................... pag 14

  • Pipeteros .................................................................................................................................. pag 14

  • Bolsas de plástico para materiales combustibles ..................................................................... pag 14

  • Métodos de tratamiento y eliminación .................................................................................... pag 14

  • 3.7.1 Organización del tratamiento ............................................................................................. pag 15

    3.7.2 Procederes para diversos artículos ..................................................................................... pag 16

    3.7.2.1 Material de vidrio contaminado ................................................................................. pag 16

    3.7.2.2 Vasijas de desecho ..................................................................................................... pag 16

    3.7.2.3 Pipetas reutilizables ................................................................................................... pag 16

    3.7.2.4 Muestras de orina de 24 horas ................................................................................... pag 16

    4 Incineración ............................................................................................................................ pag 17

    INTRODUCCION

    La esterilización implica la destrucción de todos los microorganismos, incluyendo los esporos. La desinfección supone la destrucción de los microorganismos vegetativos que pueden causar enfermedades o en el contexto de las industrias de alimentos, los que pueden producir alteraciones. La desinfección no mata necesariamente a los esporos.

    Ambos términos no son sinónimos.

  • ESTERILIZACION

  • Los métodos utilizados corrientemente en los laboratorios microbiológicos son:

    • Calor al rojo (flameado).

    • Calor seco (aire caliente).

    • Vapor a presión (esterilización al autoclave).

    • Vapor fluente (tyndallización).

    • Filtración.

    La incineración es también un método de esterilización, pero se aplica fuera del laboratorio para la eliminación final de los desechos producidos en él y se considera por separado.

  • CALOR AL ROJO

  • Los instrumentos tales como las asas y alambres de siembra y varillas secas se esterilizan calentándolas en la llama de un mechero bunsen hasta que se ponen al rojo. Los microincineradores se recomiendan para esterilizar asas de inoculación contaminadas con material muy infeccioso (espulos tuberculosos) para evitar el riesgo de chisporrotear partículas contaminadas sobre las zonas de alrededor.

  • CALOR SECO

  • Se aplica en un horno calentado eléctricamente que se controla mediante termostatos y que está provisto de un gran ventilador circulante que asegura la uniformidad de la temperatura en todas las partes del contenido. Los equipos modernos disponen de controles electrónicos que pueden llevar la temperatura al nivel requerido, mantenerla en ese punto durante un tiempo establecido previamente y desconectar seguidamente la corriente. En algunos modelos se incorpora una cerradura solenoide para impedir que la estufa sea abierta antes de que se complete el ciclo. Este dispositivo salvaguarda y protege al personal de quemaduras accidentales.

    El material que puede esterilizarse por este método incluye placas de petri, matraces y pipetas de vidrio y objetos de metal. Pueden adquiriese de diversos proveedores cajas y cilindros metálicos que almacenan convenientemente el material de vidrio durante la esterilización y lo conservan estéril hasta su utilización.

  • CARGA

  • El aire no es un buen conductor del calor, por lo que las estufas deben cargarse sin apretar el contenido, de forma que queden abundantes espacios para permitir que circule el aire caliente.

  • TIEMPOS Y TEMPERATURAS DE CARGA

  • Cuando se calculan los tiempos de funcionamiento para el equipo de esterilización por aire caliente, deben considerarse tres períodos:

    • El período de ascenso de la temperatura, que es el tiempo necesario para que toda la carga alcance la temperatura de esterilización; puede llevar alrededor de 1 hora.

    • Los períodos de mantenimiento a las diferentes temperaturas de esterilización recomendadas por el Medical Rescarch Councill que son 160ºC durante 45 minutos, 170ºC durante 18 minutos, 180ºC durante 7 1/2 minutos y 190ºC durante 1 1/2 minutos.

    • El período de enfriamiento, que se realiza gradualmente para prevenir la rotura del material de vidrio como consecuencia de un descenso demasiado rápido de la temperatura. Este período puede llevar 2 horas.

  • CONTROL DE LOS ESTERILIZADORES DE AIRE CALIENTE

  • Los ensayos para los hornos de funcionamiento eléctrico provistos de ventilador se describen en la Norma Británica 34212.

    El equipo de esterilización por aire caliente, debe calibrarse con termopares cuando el aparato se instala y comprobarse con termopares posteriormente cuando se considere necesario.

    El control de rutina ordinario puede efectuarse sencillamente con la ayuda de tubos de Browne. Los tubos de Browne de Tipo 3 (punto verde) se utilizan para estufas provistas de ventilador.

  • VAPOR A PRESION

  • Se realiza Mediante la esterilización en autoclave. Las bacterias se matan más fácilmente por el calor húmedo (vapor saturado) que por el calor seco. El vapor mata las bacterias por desnaturalización de sus proteínas. Una condición de seguridad convenida para la esterilización es utilizar vapor a 121ºC durante 15 minutos. Esta temperatura es adecuada para medios de cultivo, soluciones acuosas, tratamiento de cultivos y muestras desechadas, etc.

    El aire tiene una influencia importante en la eficacia de la esterilización al vapor de agua, porque su presencia modifica la relación presión/temperatura. Por ejemplo: la temperatura del vapor saturado a 1,054 kg/cm es 121ºC, siempre que se haya extraído todo el aire de la vasija, Si sólo se ha eliminado la mitad del aire, la temperatura de la mezcla aire-vapor que resulta es de solamente 112ºC a la misma presión. Además, la existencia de bolsas de aire impedirá la penetración del vapor.

    Debe eliminarse primero todo el aire que rodea y penetra en la carga a antes de que pueda comenzar la esterilización por vapor.

  • CARGA DEL AUTOCLAVE

  • Esterilización y desinfección de instrumentos de laboratorio
    Una buena esterilización por autoclave depende de la eliminación de todo el aire de la cámara y de la carga, y los materiales que van a esterilizarse deben colocarse sin apretar. Los artículos limpios pueden ponerse en cestillos de alambre, pero el material contaminado (cultivos desechados) deben estar en recipientes de fondo sólido en una altura no mayor de 8 cm. Deben dejarse grandes espacios de aire alrededor de cada recipiente y ninguno debe estar cerrado.

  • TIPOS DE AUTOCLAVE

  • Unicamente deben usarse autoclaves diseñados para trabajo de laboratorio y que puedan recibir carga mixta. Los autoclaves de carga porosa y los esterilizadores de líquidos embotellados son raramente satisfactorios para el trabajo de laboratorio. Existen dos variedades de autoclave de laboratorio:

    • El tipo de olla a presión.

    • Los modelos de desplazamiento de la gravedad con descarga automática de aire y vapor condensado.

  • OLLA A PRESION

  • Se utilizan todavía en muchas partes del mundo. El tipo más común es un aparato para agua hirviendo a presión. Tiene una cámara vertical de metal provista de una tapa metálica fuerte que se aprieta y cierra herméticamente mediante un aro de goma. Se disponen en la tapa una espita para la salida del aire y del vapor, un indicador de presión y una válvula de seguridad. El agua del fondo del autoclave se calienta mediante mecheros de gas exteriores, un calentador eléctrico de inmersión o un serpentín de vapor.

    INSTRUCCIONES PARA EL FUNCIONAMIENTO

    Debe haber agua suficiente dentro de la cámara. Se carga el autoclave y se aprieta la tapa manteniendo la espita de descarga abierta. Se ajusta seguidamente la válvula de seguridad a la temperatura requerida y se conecta la fuente de calor.

    Cuando el agua hierva, fluirá vapor por la espita de descarga, arrastrando con él el aire existente en la cámara. Se deja que salgan libremente el aire y el vapor hasta que se haya eliminado todo el aire. Puede comprobarse que se ha eliminado fijando un extremo de un trozo de tubo de goma a la espita de descarga e introduciendo el otro extremo en un cubo u otro recipiente similar que contenga agua. El vapor se condensa en el agua y las burbujas de aire salen a la superficie; cuando se ha eliminado todo el aire de la cámara, cesa el burbujeo en el cubo. Cuando se ha alcanzado esta fase, se cierra la espita de descarga de aire vapor y se quita el tubo de goma. La presión del vapor se eleva en la cámara hasta que la presión deseada, generalmente 1,054 kg/cm2, se alcanza y fluye vapor por la válvula de seguridad.

    Cuando la carga ha alcanzado la temperatura requerida, se mantiene la presión durante 15 minutos. Al término del período de esterilización, se apaga el calentador y se deja que el autoclave se enfríe. Se abre la espita de descarga de aire vapor muy lentamente una vez que el indicador de presión ha llegado a cero (presión atmosférica). Si la espita se abre demasiado pronto, cuando el autoclave está todavía bajo presión, cualquier líquido que haya en su interior (medios de cultivo líquidos, etc.), hervirá de forma explosiva e incluso pueden explosionar las botellas que contengan líquidos. Se deja que el contenido se enfríe. Según la naturaleza de los materiales que se están esterilizando, el período de enfriamiento necesario puede ser de varias horas para que los grandes frascos de agar se enfríen hasta 80ºC y puedan cogerse con la mano sin riesgo.

  • AUTOCLAVES CON ELIMINACION DEL AIRE POR DESPLAZAMIENTO DE LA GRAVEDAD

  • Estos autoclaves están por lo general dispuestos horizontalmente y son de forma rectangular, permitiendo que la cámara se cargue más fácilmente. Puede utilizarse un sistema de bandejas y carretilla.

    El dibujo situado más abajo presenta en forma esquemática un tipo de autoclave de desplazamiento de gravedad, revestido de una camisa. Autoclaves similares pueden construirse sin camisa. La puerta debe tener un mecanismo de seguridad que impida pueda ser abierta mientras la cámara está bajo presión.

    La camisa que rodea al autoclave está compuesta de una pared externa que encierra un espacio estrecho alrededor de la cámara, que se llena con vapor a presión para mantener la pared de la cámara templada. El vapor penetra en la camisa desde la fuente principal que se halla a alta presión, a través de una válvula que reduce la presión hasta el nivel de funcionamiento. La presión de funcionamiento se mide en un indicador de presión independiente fijado a la camisa. Esta camisa tiene un drenaje independiente para eliminar el aire y la condensación.

    El vapor penetra en la cámara de la misma fuente que suministra el vapor a la camisa. Se introduce de forma tal que es desviado hacia arriba y llena la cámara desde la parte superior hacia la inferior, impulsando así al aire y al condensado a fluir en el fondo de la cámara por el desplazamiento de la gravedad. El desagüe está provisto de filtros para impedir que se obture por residuos. El desagüe lleva generalmente un termómetro para registrar la temperatura del vapor que fluye. La temperatura registrada por el termómetro del desagüe es generalmente inferior a la de la cámara. La diferencia debe determinarse mediante ensayos con termopares. También cuenta con una válvula sensible al vapor.

    La válvula automática de vapor o «sensible al vapor» está diseñada para asegurar que únicamente se retiene dentro de la cámara vapor saturado y que el aire y el líquido condensado, se eliminan automáticamente. Recibe el nombre de near-to-steam sensible al vapor porque se abre si la temperatura desciende unos 2ºC por debajo de la del vapor saturado y se cierra alrededor de los 2ºC por encima de la temperatura del vapor saturado. El sifón funciona por expansión y contracción de un fuelle metálico que abre y cierra una válvula. El desagüe descarga en un embudo, de tal forma que hay una separación entre el desagüe y el embudo. Esta disposición asegura que no retrocederá agua contaminada desde la tubería a la cámara.

    INSTRUCCIONES PARA EL FUNCIONAMIENTO

    Si el autoclave está provisto de camisa, esta camisa debe llevarse a la temperatura de funcionamiento en primer lugar. Se carga la cámara, se cierra la puerta y se abre la válvula de vapor, dejando que la corriente de vapor entre la parte superior de la cámara. El aire y el agua de condensación fluyen a través del desagüe del fondo. Cuando el termómetro del desagüe llegue a la temperatura requerida, debe dejarse un tiempo adicional para que la carga alcance dicha temperatura. Este tiempo debe determinarse inicialmente y periódicamente para cada autoclave, como ya se indicará más adelante. Salvo que se haga esto, es poco probable que la carga se esterilice. Se prosigue el ciclo del autoclave para el tiempo de mantenimiento. Cuando se ha completado, se cierran las válvulas de vapor y se deja que el autoclave se enfríe hasta que el indicador de temperatura señala 80ºC. No debe abrirse el autoclave hasta este momento. Al principió sé «entreabrirá» o abrirá muy ligeramente y se mantendrá en esa posición durante varios minutos para permitir que salga el vapor y se enfríe posteriormente la carga.

  • PRUEBAS DE EFICACIA DEL AUTOCLAVE

  • Los esterilizadores de vapor deben comprobarse cuando se adquieren y después a intervalos regulares, mediante termopares. La medida de las temperaturas se realiza mediante termopares, colocados en el interior del autoclave. Son alambres de cobre-constantan recubiertos de PTFE y pueden colocarse en la carga. Son suficientemente delgados para no impedir el cierre de la puerta. Los extremos posteriores se conectan aun registro digital o gráfico (Comark). Generalmente son suficientes cuatro canales para comprobar los autoclaves de laboratorio. Deben comprobarse los autoclaves en las condiciones de peor carga. En la mayoría de los laboratorios podría ser un recipiente lleno de frascos de 5 mi de tapón a rosca. Se colocará en el centro del autoclave y, si se dispone de espacio, se colocan otros recipientes cargados alrededor de él. Un termopar debe ponerse dentro de una botella en el centro de la carga. Otros termopares se distribuyen en otros puntos del autoclave. Se inicia el ciclo de esterilización y se mide el tiempo. Se anota el tiempo requerido para que la temperatura del desagüe de la cámara alcance 121ºC y después el que se necesita para que el termopar de la carga registre dicha temperatura. En este momento comienza el tiempo de esterilización. Después de que transcurran no menos de 15 minutos puede desconectarse el vapor, comenzando el tiempo de enfriamiento. Hay así cuatro períodos:

    • Calentamiento, hasta que el termómetro de¡ desagüe de la cámara alcanza 121ºC.

    • Penetración del vapor en la carga, hasta que el centro de la carga alcance 121ºC.

    • Esterilización, durante el que la carga se mantiene a 12 ºC, generalmente 15 minutos.

    • Tiempo de enfriamiento, hasta que la temperatura de la carga descienda a 80ºC, momento en que puede retirarse.

    Como no es practicable utilizar un termopar para cada carga salvo que se ponga un sensor dentro de la cámara, es importante anotar estos tiempos para el funcionamiento normal. El período de exposición después de que la temperatura en el desagüe alcance 121ºC es por tanto de 2+3 minutos. Deben mortificarse de acuerdo con esto los autoclaves de ciclo automático, que dependen de la temperatura en el desagüe.

    En algunos autoclaves la puerta no puede abrirse hasta que la temperatura en el desagüe descienda a 80ºC. Esto no implica que la temperatura en la carga haya descendido también al mismo nivel. En los grandes frascos herméticamente cerrados, puede estar todavía por encima de 100ºC, momento. En el que su contenido estará a presión elevada. Un enfriamiento brusco puede determinar que el frasco explosione. Por tanto, el autoclave no debe abrirse hasta que la temperatura de la carga haya bajado a 80ºC o más. Puede ser necesario un tiempo muy largo y en algunos autoclaves hay cerraduras que permiten que la puerta se abra tan sólo fraccionalmente, para que la carga se enfríe más antes de que quede libre finalmente. En otros, se utilizan dispositivos de enfriamiento complicados con ráfagas de aire y pulverizaciones de agua fría.

  • PROTECCION PERSONAL

  • La única forma digna de confianza de comprobar la eficiencia del autoclave es mediante instrumentos, aunque pueden utilizarse los tubos de Browne, tipo 2 (punto amarillo), para temperaturas superiores a 126ºC. Los tubos de Browne deben conservarse en un lugar frío (por debajo de 20ºC) para impedir se deterioren.

    Bennet ha elaborado otra clase de indicador de esterilización. Para algunas cargas, por ejemplo material de vidrio y medios de cultivo, es útil la cinta de autoclave, utilizada en los hospitales (3M).

    En determinadas circunstancias puede ser deseable comprobar se han muerto los esporos bacterianos durante el ciclo del autoclave. Se emplean esporos de Bacillus stearothermophilus. La resistencia de los esporos al calor depende de muchos factores, incluyendo entre ellos el medio en el que se han cultivado, de forma que es preferible usar preparados comerciales cuya calidad ha sido controlada. Oxoid prepara cinta de esporos, como también sirven 3NI (Atiest) y 13BL (Killit).

    Tras la exposición al ciclo del autoclave, se retiran las cintas de su estuche y se ponen en el medio de recuperación caldo triptona glucosado y se incuban a 55-60º para comprobar su viabilidad.

    Graves accidentes, que incluyen quemaduras escaldaduras en la cara y manos, se han producido cuando se han abierto los autoclaves, incluso cuando el indicador de temperatura se hallaba por debajo de 80 ºC y la puerta se había abierto una grieta. Los líquidos de los frascos pueden estar todavía a temperatura superior a los 100 ºC y bajo considerable presión. Los frascos pueden explosionar al contacto con el aire a la temperatura ambiente. Cuando los autoclaves se descargan, los operarios deben llevar viseras protectoras de toda la cara del tipo que recubra la piel de la barbilla y de la garganta. También deben usar guantes de protección térmica.

  • TYNDALLIZACION

  • Este proceso, designado así después de que el científico Tyndall utilizara un vaporizador de Koch (o de Arnold), que es una caja metálica en el fondo de la cual el agua hierve mediante un mechero de gas, una resistencia eléctrica o un serpentín de vapor. El material que va a tratarse permanece en una bandeja perforada, inmediatamente por encima del nivel del agua. La tapa es cónica, de manera que el agua de condensación resbala por los laterales en vez de gotear sobre el contenido. Un pequeño orificio en la parte superior de la tapa permite que salgan el aire y el vapor. Se utiliza este método para esterilizar medios de cultivo que puede alterarse por exposición a temperaturas más elevadas, por ejemplo medios que contienen carbohidratos fácilmente hidrolizables o gelatina. Estos medios se vaporizan durante 30-45 minutos al día durante tres días consecutivos. La primera vez se matan las bacterias vegetativas; cualquier esporo que sobreviva germinará en el medio nutritivo durante la noche, dando lugar a formas vegetativas que serán muertas durante la segunda y tercera vaporizaciones.

  • FILTRACION

  • Las bacterias pueden eliminarse de los líquidos haciéndolos pasar a través de filtros con poros muy pequeños que impiden el paso de las bacterias pero, en general, no de los mycoplasmas ni virus. Se emplea este método parra esterilizar el suero para su uso en el laboratorio, las soluciones de antibióticos y los medios de cultivo especiales que se alteran por el calor. Se utiliza también para separar los productos solubles del crecimiento bacteriano (toxinas) de los medios de cultivo líquidos.

  • TIPOS DE FILTROS

  • Los siguientes tipos de filtros tienen un interés histórico principalmente:

    • Bujías de barro de loza tales como los tipos de Berkefeld y Mandier, que están hechas de Kieseighur y el filtro de Chamberland de porcelana no vidriada.

    • Filtros de asbesto (filtros Seitz).

    • Filtros de vidrio incrustado, que se construyen con vidrio finamente pulverizado, fundido lo suficiente para hacer que los gránulos de vidrio se adhieran entre si.

    Las desventajas de las bujías de barro de loza y de los Filtros de asbesto son las de que son muy absorbentes y tienen una velocidad de filtración comparativamente baja. Los filtros de vidrio incrustado tienen la ventaja de su poca absorción, pero la velocidad de filtración es comparativamente lenta.

    FILTROS DE MEMBRANA

    Estos filtros se fabrican de ésteres de celulosa (acetato de celulosa, nitrato de celulosa, colodión, etc.). Tienen muchas ventajas sobre los primeros tipos de filtros bacteriológicos, ya que son mucho menos absorbentes y tienen una velocidad de filtración elevada. Se fabrican con una gran variedad de tamaño de poro y algunas membranas pueden emplearse para separar partículas de virus, mediante el uso de diferentes gradaciones de tamaño de poro. Los filtros bacterianos tienen un tamaño de poro menor de 0,75 umas. Las membranas pueden esterilizarse al autoclave.

    Para su empleo, la membrana se monta sobre una plataforma soporte, generalmente de acero inoxidable, que queda encerrada herméticamente entre los embudos superior e inferior. La filtración se obtiene aplicando presión positiva al lado de entrada o negativa en la salida. Existen pequeñas unidades filtrantes para filtrar pequeños volúmenes de líquido (1-5 mi), come, los filtros Hemmings (Beaumaris, Colab). El líquido se impulsa a través de un filtro pequeño mediante una jeringa. Filtros de membrana y portafiltros adecuados a distintos fines pueden obtenerse de BBL, Gelman, Millipore y Oxoid, publicando cada una de estas firmas útiles manuales o folletos a cerca de sus productos.

  • DESINFECCION

  • Pueden utilizarse una gran variedad de sustancias químicas y todas ellas reciben el nombre común de desinfectantes o biocidas. El primero de estos términos es el que se va a usar en este libro. Algunos de ellos son reactivos ordinarios, otros son formulaciones especiales, registradas con nombres comerciales. Los microbiólogos y gerentes de laboratorio se ven con frecuencia presionados por los vendedores para que adquieran sus productos, para los que hacen extravagantes propagandas. Generalmente hay diferencias marcadas entre la actividad de algunos desinfectantes cuando se ensayan en condiciones óptimas por la técnica de Rideal-Walker u otras menos acreditadas y cuando se utilizan en la práctica. Los efectos del tiempo, temperatura, pH y la naturaleza química y física del artículo que se va a desinfectar y la materia orgánica presente, no son a menudo totalmente consideradas.

    2.1 TIPOS DE DESINFECTANTES Y USOS EN EL LABORATORIO

    Existe un espectro aproximado de sensibilidad de los microorganismos a los desinfectantes. Los más sensibles son las bacterias vegetativas, los hongos y los virus que contienen lípidos. Las mycobacterias y los virus que no contienen lípidos son menos sensibles y los esporos son por lo general resistente.

    En la elección de los desinfectantes, deben tenerse en cuenta algunas consideraciones a cerca de su toxicidad y de los efectos perjudiciales que pueden tener sobre la piel, ojos y vías respiratorias. Unicamente se tratan aquí aquellos desinfectantes que tienen aplicación en el laboratorio.

    Los desinfectantes utilizados más corrientemente en los trabajos de laboratorio son los fenoles líquidos y los hipocloritos. Los aldehídos tienen una aplicación limitada y el alcohol y las mezclas de alcoholes son menos populares, aunque merecen mayor atención. Los compuestos yodóforos y de amonio cuaternario son más populares en los EE.UU que en Gran Bretaña, mientras que los compuestos mercuriales son los menos utilizados. Las propiedades de estos desinfectantes se resumen en una tabla más abajo. Otras sustancias tales como el óxido de etileno y la propiolactona se usan comercialmente en la preparación de material de equipo estéril para hospitales y laboratorios, pero no se emplean en la descontaminación de desechos de laboratorio y en otras actividades mencionadas antes. Se excluyen por ello de esta exposición.

    2.1.1 FENOLES LIQUIDOS

    Estos compuestos son eficaces contra las bacterias vegetativas (incluso Mycobacterias) y hongos. Son inactivas contra esporos y virus que no contienen lípidos. La mayoría de los compuestos fenólicos son activos en presencia de cantidades considerables de proteína, aunque se inactivan en parte por la goma, madera y plásticos. No son compatibles con los detergentes catiónicos. Los usos en el laboratorio incluyen las vasijas de desechos y la desinfección de superficies. Los fenoles líquidos deben emplearse a la concentración más alta que recomiendan los fabricantes para «situaciones sucias», es decir, cuando puedan encontrar grandes cantidades de materia orgánica. Generalmente esta concentración es la de 2-5%. Las soluciones deben prepararse diariamente y los fenólicos diluidos no deben guardarse más de 24 horas para utilizarlos en el laboratorio, aunque muchos fenoles líquidos diluidos pueden ser eficaces durante más de siete días.

    Deben protegerse la piel y los ojos.

    2.1.2 HIPOCLORITOS

    La actividad se debe al cloro, el que es muy eficaz contra las bacterias vegetativas (incluso mycobacterias) esporos y hongos. Los hipocloritos son inactivados considerablemente por las proteínas y en cierto grado por los materiales naturales no proteicos y por los plásticos y no son compatibles con los detergentes canónicos. Se emplean en vasijas de desecho y desinfección de superficies, aunque es necesario tener cuidado porque corroen los metales. No deben emplearse en partes metálicas de centrífugas y otros aparatos que se debilitan con su uso. Con fines generales y para las vasijas para pipe-tas y de desechos se recomienda una concentración de cloro de 2.500 ppm en lugar de 1.000 ppms, aunque para sangre derramada y vasijas de desechos que pueden contener gran cantidad de proteína se recomienda una concentración de 10.000 ppms. Los hipocloritos que se venden para uso industrial y aplicaciones de laboratorio en Gran Bretaña contienen 100.000 ppm de cloro disponible y deben diluirse para su empleo al 1:40 ó 1:10. Algunos hipocloritos domésticos (los que se usan en la limpieza de biberones) contienen 10.000 ppm y deben diluirse para su empleo al 1:4. Las lejías de uso doméstico de Gran Bretaña y EE.UU. contienen 50.000 ppm de cloro disponible y son apropiadas las diluciones de 1:20 y 1:5. Los productos preparados sólidos, incluyendo los que contienen hipocloritos, usados en la desinfección doméstica y los isocianuros clorados, utilizados en piscinas, pueden tener aplicaciones en el laboratorio.

    Los hipocloritos se deterioran rápidamente con el uso, aunque los pro-ductos tal como se suministran son estables. Las soluciones diluidas deben sustituirse después de 24 horas. La sustancia colorante que se añade a algunos hipocloritos comerciales trata de identificarlos: no es un indicador de la actividad.

    Los hipocloritos pueden producir irritación de la piel, ojos y pulmones.

    2.1.3 ALDHEIDOS

    El formaldehído (gas) y el glutaraldehido (líquido) son buenos desinfectantes. Son activos frente a bacterias vegetativas (incluso mycobacterias), esporos y hongos. Son activas en presencia de proteína y no se inactivan mucho por los materiales naturales o artificiales ni por los detergentes.

    El formaldehído no es muy activo a temperaturas inferiores a 20ºC y requiere una humedad relativa de al menos 70%. No se suministra como gas, sino como un polímero sólido, para formar aldehído y como un líquido, formalina o formol comercial, que contiene 37-40 % de formaldehído. Ambas formas se calientan para liberar el gas, que se utiliza para desinfectar espacios cerrados como cabinas de seguridad y habitaciones. La formalina diluída al 1:10 para dar una solución que contiene 4 % de formaldehido, se emplea en la desinfección de superficies y en algunos casos, de cultivos. Se hallan actualmente en el comercio compuestos sólidos que liberan formaldehído y dichos productos pueden tener aplicaciones en el laboratorio, aunque todavía no se han valorado para este fin. El formaldehído se usa principalmente para la descontaminación de cabinas de seguridad y en habitaciones.

    El glutaraldehído necesita generalmente un activador, tal como el bicarbonato de sodio, que se suministra con el líquido a granel. La mayoría de los activadores contienen un colorante, para que el usuario pueda tener seguridad de que el desinfectante ha sido activado. La eficacia y la estabilidad tras la activación batían con el producto y debe consultarse la literatura suministrada por los fabricantes. Kelsey et al, hallaron que la actividad esporocida de una marca disminuía a la mitad en siete días y Coates sugirió que si se utilizaba glutaraldehído activado de esa edad, debería doblarse el tiempo de exposición. Pueden emplearse en vasijas para desechos (aunque es caro) y son particularmente útiles para la desinfección de las superficies metálicas, puesto que no son corrosivos.

    Los aldelhídos son tóxicos. El formaldehído es particularmente molesto porque afecta a los ojos y produce dificultades respiratorias. Se requieren precauciones especiales. El glutaldehído es menos nocivo, pero debe evitarse el contacto con la piel y los ojos.

    2.1.4 ALCOHOL Y MEZCLAS DE ALCOHOLES

    El etanol y el propanol, a concentraciones de alrededor de 70-80 % en agua, son eficaces, aunque lentamente, contra las bacterias vegetativas. No son activos frente a esporos y hongos. No se inactivan de manera especial por la proteína y otros materiales ni por los detergentes.

    La efectividad se favorece por la adición de formaldehído, por ejemplo una mezcla de formalina al 10 % en alcohol de 70 %2 o hipoclorito en solución que tenga 2.000 ppm de cloro disponible. Los alcoholes y las mezclas de alcoholes son útiles para desinfectar superficies y exceptuando las mezclas de alcohol-hipoclorito, para equilibrar los portatubos de las centrífugas.

    Son relativamente inofensivas para la piel, pero pueden producir irritación de los ojos.

    2.1.5 COMPUESTOS DE AMONIO CUATERNARIO

    Son detergentes cati6nicos eficaces contra bacterias vegetativas y algunos hongos, aunque no contra las mycobacterias o esporos. Son inactivos por la proteína y por una diversidad de materiales naturales y plásticos, por los detergentes no iónicos y por el jabón. Su utilización en el laboratorio es por tanto limitada, aunque tienen la clara ventaja de ser estables y de no corroer los metales. Se emplean generalmente a diluciones de 1-2% para la limpieza de superficie, pero son muy comunes en los laboratorios de higiene de los alimentos como consecuencia de su naturaleza detergente.

    Los compuestos de amonio cuaternario no son tóxicos y son inofensivos para la piel y los ojos.

    2.1.6 IODOFOROS

    Como 105 compuestos de cloro, estos yoduros son efectivos contra bacterias vegetativas (incluidas mycobacterias), esporos, hongos y ambos tipos de virus conteniendo o no lípidos. Son inactivos rápidamente por la proteína y, en cierto grado, por sustancias naturales y plásticas y no son compatibles con los detergentes aniónicos. Para su empleo en vasijas de desecho y para desinfección de superficies deben usarse diluídos para obtener 75-150 ppm de iodo, pero para la desinfección de las manos o como esporocida diluidos en alcohol de 50% para dar una concentración de 1600 ppm. En los preparados comerciales a la venta, los yodóforos suelen contener un detergente y llevar un indicador: son activos en tanto aparecen de color pardo o amarillo. Tiñen la piel y las superficies, pero el colorante puede eliminarse con solución de tiosulfato sódico.

    Los yodóforos son relativamente inofensivos para la piel, pero puede apreciarse cierta irritación en los ojos.

    2.1.7 COMPUESTOS MERCURIALES

    La actividad contra las bacterias vegetativas es mala y son inefectivos contra los esporos. Tienen cierta acción sobre los virus a concentraciones de 1:500 a 1:1.000 y un uso limitado, como soluciones saturadas en el manejo inocuo de preparaciones microscópicas de mycobacterias.

    Su limitada utilidad y su naturaleza muy venenosa convierten a los mercuriales en inadecuados para su uso general en el laboratorio.

  • PRECAUCIONES CON EL USO DE DESINFECTANTES

  • Como se indicaba anteriormente, los desinfectantes tienen efectos indeseables sobre la piel, ojos y vías respiratorias. Deben utilizar guantes de un solo uso y lentes protectores, gafas o un visor quienes estén manejando desinfectantes fuertes, por ejemplo, cuando preparan diluciones para su empleo.

  • LA COMPROBACIÓN DE LOS DESINFECTANTES EN EL LABORATORIO

  • Se exponen seguidamente las Principales pruebas que se han propuesto para la comprobación de la eficacia de los desinfectantes.

  • ENSAYOS DE LOS FABRICANTES

  • Se utilizan estas pruebas en el control de calidad de los lotes durante la producción. Las pruebas de Rideal-Walker y de Chick-Martin se diseñaron originalmente para comprobar la eficacia de los desinfectantes de tipo fenólico frente a un patrón de fenol puro. La prueba de Rideal-Walker compara la acción de un desinfectante con la del fenol y los resultados se calculan como índice fenol y se expresa por un número seguido de las letras RW. Cuanto más alto es el número, mejor es la acción desinfectante. Algunos años después de haberse descrito la prueba de Rideal-Walder, Chick y Martin publicaron su nuevo método de la prueba del cociente fenol. Es de un esquema similar a la prueba de Rideal-Walker en muchos aspectos, pero se hace en presencia de materia orgánica. Puesto que la mayoría de los desinfectantes son inactivos por la materia orgánica, el índice de Chick-Martin (CM) es, por tanto, un número más bajo que el índice RW.

    Las pruebas de Rideal-Walker y de Chick-Martin son ensayos de los fabricantes para los desinfectantes fenólicos, pero los desinfectantes no fenólicos introducidos más recientemente tienen propiedades muy diferentes y muy variadas y no son adecuados para las pruebas de Rideal-Walker ni de Chick-Martin.

    Otras pruebas comprenden las de AOAC, Sociedad Alemana de Higiene y Microbiología (DGHM), Comisión de Fitofarmacia (holandesa) y de Keisey-Sykes. Se ha escrito mucho sobre estas pruebas que no precisa revisarse en este libro, remitiéndose al lector al trabajo de Croslia W.

    No parece existir justificación alguna en la actualidad para hacer cualquiera de ellas en los laboratorios de microbiología clínica y de investigación. Es preferible queden para los laboratorios de referencia y para establecimientos especializados. Los resultados de pruebas aisladas pueden ser inseguros, salvo en manos muy adiestradas. Las pruebas pueden ser de principios erróneos, cuando no se comparan los mismos hechos y un error común los métodos de neutralización pueden ser inadecuado o aplicado incorrectamente.

    Existen asimismo otras buenas razones para que algunas de estas pruebas no se realicen en los laboratorios clínicos o docentes. La mayoría de ellas mantienen Salmonella typhi como germen de prueba, aunque hay una gran cantidad de objeciones científicas y de sentido común para utilizar este germen. Se argumenta diciendo que las cepas del bacilo del tifus que se exigen, por ejemplo, S. typhi NCTC 786 no son virulentas porque carecen del antígeno Vi, una presunción que algunos bacteriólogos cuestionan actualmente.

    Una objeción más grave observada por nosotros mismos, es que los laboratorios clínicos y docentes han utilizado para estas pruebas cepas de S. typhi aisladas recientemente de casos de fiebre tifoidea. Esta observación, hecha al comienzo de una reunión de trabajo oficial, contribuyó a la prohibición de utilizar S. typhi para los ensayos de desinfectantes en los laboratorios clínicos de Gran Bretaña.

    Para satisfacer una necesidad creciente de ensayos más prácticos para el empleo en hospitales, el Public Health Laboratory Service (PHLS) ha sido responsabilizado del desarrollo de las pruebas de dilución de empleo. Se utilizan estas pruebas para recomendar una dilución de empleo práctica para un desinfectante que va a ser utilizado en condiciones de hospitales o de laboratorios, por ejemplo, para la descontaminación de instrumentos contaminados, limpieza de las paredes en los hospitales y carretillas de quirófano y en los laboratorios de bacteriología para usos tales como las vasijas de desecho de laboratorio. Tales pruebas son:

    • Prueba de capacidad.

    • Prueba de estabilidad.

    • Prueba de utilización (descrita con detalle más adelante).

    Las pruebas de capacidad y de estabilidad se llevan a cabo principalmente en los laboratorios de los fabricantes y en los de referencia. Las pruebas de utilización deben realizarse por los usuarios de los desinfectantes para comprobar la eficacia real de los desinfectantes utilizados en los hospitales y laboratorios propios. Esta prueba es fácil de realizar y es muy recomendada para ensayos rutinarios.

  • PRUEBA DE CAPACIDAD DE KESLEY-SYKES

  • La prueba de capacidad de Keisey-Sykes se emplea para estimar la concentración de desinfectantes que puede recomendarse para el uso en hospitales en condiciones «limpias» y «sucias», es decir, en ausencia de materia orgánica o en presencia de ella. Es adecuada para ensayar todos los tipos de desinfectantes.

    El término condición limpia implica una situación en la qué la materia orgánica está ausente, tales como las superficies de preparación de alimentos y partes superiores de las carretillas, las que primero se lavan con agua caliente y detergente antes de aplicar el desinfectante. El término «condición sucia» se aplica a aquellas situaciones en las que hay presente materia orgánica, por ejemplo, superficies de sillas de enfermos y vasijas de desecho de laboratorio y es necesaria una elevada concentración de desinfectante para neutralizar la acción inactivante de la materia orgánica y asegurar aun la desinfección.

    Básicamente, la prueba consiste en la adición de un volumen conocido de una suspensión de un germen de prueba en una serie de intervalos a un volumen estándar de la concentración particular del desinfectante ensayado, con o sin adición de materia orgánica. La materia orgánica que se añade es, generalmente, levadura. A intervalos de tiempo regulares después de la adición de cada uno de los tres volúmenes de la suspensión de prueba, se toma una cantidad estándar de la mezcla en ensayo y se añade a cinco tubos de medio de recuperación.

    Durante el desarrollo de la prueba, el desinfectante se diluye paulatinamente, pero es la concentración determinada al comienzo de la prueba la que se dice que pasa o falla el ensayo.

    Una concentración inicial que, tras la segunda adición de suspensión de gérmenes, no permite el crecimiento en al menos dos de los cinco tubos de medio de recuperación, se dice que pasa la prueba y puede recomendarse para su empleo en condiciones limpias o en condiciones sucias si se ha añadido levadura en el ensayo.

    La prueba no se pretende se realice por quienes están empleados en los hospitales, sino por los laboratorios oficiales o por los fabricantes, como orientación para la recomendación de las concentraciones de desinfectantes que deben utilizarse en hospitales, establecimientos de preparación de alimentos, etc.

    2.3.3 LA PRUEBA DE ESTABILIDAD

    Es una prueba simplificada ideada para comprobar la estabilidad y la eficacia a largo plazo de los desinfectantes, en concentraciones recomendadas por los fabricantes para su empleo en situaciones limpias y sucias. La prueba se utiliza como suplemento de la información dada por la prueba de capacidad de Keisey-Sykes y es adecuada únicamente para laboratorios especializados. Una lectura del trabajo de Maurer presenta datos que evidencian que las bacterias no sólo sobreviven, sino que también se multiplican en algunas soluciones desinfectantes.

  • LA PRUEBA DE UTILIZACION

  • Se toman muestras de desinfectantes líquidos de fuentes tales como las vasijas de desechos de laboratorio, cubos de fregar el suelo, estropajos, líquidos desinfectantes en los que se guardan materiales de limpieza o cepillos de taza de retrete, desinfectantes en Departamentos centrales de materiales estériles, recipientes de instrumentos usados y soluciones madres de desinfectantes diluidos. El fin es determinar si los líquidos contienen bacterias vivas y en qué número. Se describe en este libro este método detalladamente para que pueda utilizarse en cualquier laboratorio, ya que pueden obtenerse resultados significativos únicamente a la luz de condiciones locales.

    2.3.4.1 METODO

    Método (según la descripción de Maurer):

    • Fase 1: se toma un volumen de 1 mi del desinfectante utilizado de cada tarro o cubo, con una pipeta estéril para cada uno.

    • Fase 2: se añaden a la muestra de 1 ml, 9 mi de diluyente en un recipiente universal estéril o en un frasco de tapón a rosca de 25 ml también estéril. Debe escogerse el diluyente de acuerdo con el grupo al que pertenece el desinfectante.

    • Fase3: el frasco de diluyente se vuelve a llevar al laboratorio en el plazo de 1 hora desde la adición del desinfectante. Individualmente, se utiliza una pipeta Pasteur o una pipeta de 50 gotas, estériles, para retirar un pequeño volumen de la mezcla desinfectante/diluyente y se ponen diez gotas, por separado, sobre la superficie de cada uno de dos pocillos en placas de agar nutritivo desecado.

    • Fase 4: se incuban las dos placas de la siguiente forma:

    • Se incuba una de las placas durante 3 días a 32 ó 37ºC, lo que se estime más conveniente. La temperatura óptima para la mayoría de las bacterias patógenas es de 37ºC, pero las que han sido dañadas por los desinfectantes se recuperan más fácilmente a 32ºC.

    • La segunda placa se incuba durante 7 días a temperatura del laboratorio.

    • Fase 5: tras la incubación, se examinan las placas y se anota el crecimiento bacteriano.

    2.3.4.2 RESULTADOS

    A pesar de las dudas expresadas antes y las de otros autores en relación con el empleo de S. typhi en los ensayos de desinfectantes, están claro que los fabricantes desean que persista su práctica. No puede culpárseles por completo por Esto, ya que su negocio es la venta de desinfectantes y sus clientes exigen «índices fenol», incluso aunque no los comprendan. Se ha hecho en el pasado demasiado poco por educar al comprador.

    La British Association of Chemical Specialities publicó un Código Práctico que formulaba apropiadas precauciones de seguridad. Este Código fue oportuno y necesario, como consecuencia de la aplicación defectuosa, en ciertas áreas, del Código de Práctica (Howie) para laboratorios no clínicos e industriales. El Código de Howie, como ya se ha dicho antes, prohibe el empleo de S. lyphi para los ensayos de desinfectantes en los laboratorios clínicos. Sitúa asimismo a S. typhi en la categoría B. Se especifican instalaciones especiales y condiciones de contención para manejar los microorganismos de la categoría B, entre las que se incluye las cabinas de seguridad bacteriológica. Esto produce alguna confusión ya que el Código de Howie no indica qué organismos de la Categoría B producen infecciones a través del aire y por ello requieren se manejen en cabinas de seguridad, ya que S. typhi infecta (generalmente) por vía alimentarla y puede manejarse en la bancada normal, aunque separado de las actividades principales del laboratorio.

    El Código de Práctica BACS, que está aprobado oficialmente, clarifica más este punto y este Código y no el de Howie el que debe observarse en los laboratorios clínicos en los que se realicen ensayos con desinfectantes.

  • EL USO DE LOS DESINFECTANTES EN HOSPITALES

  • Es aconsejable que los hospitales elaboren un código de práctica detallado sobre el uso de los desinfectantes y antisépticos que emplean para sus circunstancias particulares. Se han publicado orientaciones para estos fines por el Public Health Laboratory Service en su Monografía N' 2 y asimismo en una reunión de trabajo de la South Western Regional Health Authority.

    Para una mayor información acerca de desinfección y esterilización, véase el libro de Russel et al.

  • TRATAMIENTO Y ELIMINACION DE LOS MATERIALES INFECTADOS

  • Es una regla fundamental que ningún material afectado debe salir del laboratorio.

    En el contexto del tratamiento. Y eliminación de los desechos de laboratorio contaminados (incluyendo entre ellos los que están contenidos en artículos recuperables), este sencillo precepto no ofrece problemas a laboratorios adecuadamente equipados y bien dirigidos.

    Está clara la responsabilidad de la dirección del laboratorio para asegurar que ningún desecho que contenga organismos vivos salga de las instalaciones del laboratorio. Por desgracia, no se resuelve el problema haciendo recaer con firmeza esta responsabilidad en la dirección del laboratorio. En algunos establecimientos hay ideas muy fragmentarias en cuanto a las fugas de material con organismos vivos. Hay acto de fe en el poder de los desinfectantes a diferentes concentraciones y edades indefinidas para matar a los microbios sumergidos en ellos o incluso puestos cerca de ellos.

    Hemos creído siempre que la desinfección es una primera línea de defensa y para desechar el material de trabajo contaminado es una medida temporal, que debe ir seguida, tan pronto como sea posible, por el esterilizado en el autoclave o la incineración. Los desinfectantes no deben utilizarse como método exclusivo de tratamiento de los cultivos bacterianos, incluso aún cuando se sumerjan totalmente y se eliminen todas las burbujas.

    3.1 RECIPIENTES PARA MATERIAL INFECTADO DESECHADO

    Debe haber en el laboratorio cuatro tipos importantes de recipientes para productos infectados desechados:

    • Cestos o bolsas de un solo uso para recibir cultivos y muestras.

    • Vasijas de un solo uso para recibir portaobjetos, pipetas Pasteur y pequeños artículos a desechar.

    • Pipeceros para pipetas graduadas (recuperables).

    • Bolsas de plástico para materiales combustibles tales como cajas para muestras y envoltorios que puedan estar contaminados.

    Todos estos recipientes deben ir a la cocina para el tratamiento final y eliminación.

    3.2 CESTOS Y BOLSAS DE UN SOLO USO

    Los cestos de un solo uso tendrán fondos macizos para que no goteen; en caso contrario se diseminará material contaminado. Para superar los problemas de penetración de vapor, estos recipientes deben ser bajos, de no más de 8 cm de altura y con la anchura conveniente para que puedan ponerse en el autoclave sin apretar. Nunca deben llenarse por completo. Se hallan en el comercio recipiente adecuados de plástico (polipropileno), aunque no están especialmente diseñados para este fin (WCB, Xion).

    Son comunes las bolsas de plástico, pero solamente deben utilizarse las fabricadas especialmente para este fin. Deben mantenerse en cubos o en cestos de un solo uso. Incluso las más firmes pueden romperse si se manejan con brusquedad (Jencons, Sterilin).

    Para llevarlos con seguridad a la cocina los cestos deben llevar tapa y las bolsas pueden cerrarse fuertemente con tiras de alambre.

    Las cestas y bolsas de un solo uso deben tener colores codificados, es decir, deben ir marcados de distinta forma para que todos los operarios los reconozcan como que contienen material infeccioso.

  • VASIJAS DE DESECHO

  • Las vasijas o tarros de desechos con desinfectante que se sitúan en la bancada del laboratorio y dentro de los cuales se sumergen los portaobjetos, pipetas pasteur y otros desechos usados, tienen una larga historia de olvidos y abusos. En un gran número de laboratorios estas vasijas se rellenan con escasa frecuencia, con diluciones de desinfectantes desconocidas, están sobrecargadas de proteína y materiales que flotan y rara vez se vacían. Muy pocas veces está desinfectado su contenido.

  • ELECCIÓN DEL RECIPIENTE

  • Los recipientes viejos de mermelada y de café instantáneo no son adecuados. Estos recipientes se rompen con facilidad y los vidrios rotos son un riesgo innecesario en un laboratorio, especialmente si están contaminados. Las vasijas de desechos deben ser fuertes y esterilizables por autoclave y los recipientes más adecuados son los bocales de 1 litro de polipropileno o los tarros del mismo material con tapa a rosca. Son suficientemente profundos para mantener sumergidas la mayoría de las cosas que es probable se desechen, son irrompibles y resisten muchas esterilizaciones por autoclave. Se obscurecen con el tiempo, pero esto no afecta su uso. Son mejores los tarros de polipropileno con tapa a rosca, ya que pueden cerrarse después de su uso, invertirse para asegurar que el desinfectante moja completamente el contenido y eliminar las burbujas de aire que pueden impedir que el desinfectante moje totalmente a los objetos.

  • DILUCION CORRECTA

  • Un recipiente de desecho de 1 litro debe contener 750 mi de desinfectante diluido, dejando espacio para que ascienda el nivel sin que se derrame ni que gotee cuando se traslade. Debe hacerse una señal en cada vasija en la capacidad de 750 mi, preferiblemente con pintura (el lápiz graso y los rotuladores son menos permanentes). El volumen correcto de desinfectante nuevo que debe añadirse al agua para hacer este volumen, adecuado para «situaciones sacias», se calculará teniendo en cuenta las recomendaciones del fabricante. Este volumen se marcará seguidamente en una pequeña probeta graduada, por ejemplo de hierro esmaltado o sé Fija un dispensador de plástico que la vierta desde un recipiente a granel. Se echa el desinfectante en la vasija y se añade agua hasta la señal de 750 ml.

  • USO RAZONABLE

  • Los supervisores de laboratorio deben asegurarse de que no se ponen en las vasijas de desecho cosas inapropiadas. Hay un límite razonable entre la cantidad de papel o de tohallitas de papel que dichas vasijas pueden contener y los artículos que flotan no son adecuados para las vasijas de desecho, a menos que éstas puedan cerrarse e invertirse de vez en cuando para mojar todo el contenido.

    Nunca deben añadirse grandes volúmenes de líquido a los desinfectantes diluidos. Líquidos tales como los sobrenadantes de la centrifugación, deben verterse en vasijas de desecho, que contienen el volumen usual de desinfectante puro, a través de un embudo adaptado en la parte superior de la boca. Esta disposición impide se derramen gotas y se formen aerosoles. Al final del día puede añadirse agua hasta la señal de 750 rnl y dejar la mezcla durante toda la noche. No debe agregarse a los desinfectantes artículos que contengan grandes cantidades de proteína, sino que deben desinfectarse en el autoclave o incinerarse.

  • VACIADO REGULAR

  • Ningún material debe dejarse en el desinfectante de la vasija de desecho durante más de 24 horas, ya que en caso contrario se desarrollarán las bacterias supervivientes. Por tanto, todas las vasijas deben vaciarse una vez al día, aunque es una cuestión particular sí se Yacían al final del día o a la mañana siguiente. Deben vaciarse incluso las vasijas que hayan recibido poco o ningún material al llegar ese momento.

  • VASIJAS DE DESECHO SECAS

  • En lugar de vasijas conteniendo desinfectante, en algunos laboratorios se disponen recipientes rígidos de cartón o recipientes metálicos corno los utilizados en los hospitales para desechar las jeringas y agujas de un solo uso, por ejemplo, Cin Bins (Labco). Estos recipientes pueden recibir pipetas pasteur, portaobjetos, etc. pueden ser esterilizados al autoclave o incinerados.

  • PIPETEROS

  • Las vasijas para las pipetas recuperables deben estar hechas de polipropieno o de goma. Son de mayor seguridad que el vidrio. Las vasijas deben ser suficientemente altas para permitir que las pipetas se sumerjan totalmente sin que se derrame el desinfectante. Debe añadirse al desinfectante un detergente compatible para facilitar la limpieza de las pipetas en la fase final. Las vasijas altas no son convenientes para personas de baja estatura, que tienden a porteras en el suelo. Esto es peligroso. Las vasijas de goma de base rectangular (Camlab) pueden inclinarse dentro de una caja o de un bastidor, lo que es mucho más conveniente y de mayor seguridad.

  • BOLSAS DE PLASTICO PARA MATERIALES COMBUSTIBLES

  • Estas bolsas se hallan en todos los hospitales y tienen colores codificados. Los laboratorios clínicos deben seguir el código local. En otro caso, deben introducir uno, por ejemplo, las bolsas rojas pueden designarse para este fin y no para otros.

  • METODOS DE TRATAMIENTO Y ELIMINACIÓN

  • Existen tres métodos prácticos para el tratamiento de los materiales de laboratorio desechados y de los desechos contaminados:

    • La esterilización por autoclave.

    • La incineración.

    • La desinfección química.

    La elección se realiza atendiendo a la naturaleza de los materiales; si es desechable o recuperable y, en este último caso, si se ve afectado por el calor. Con ciertas excepciones, ninguno de estos métodos excluye a los demás. Puede verse en la más abajo que la incineración sola únicamente puede aconsejarse si el incinerador se halla bajo el control del personal del laboratorio. La desinfección sola es aconsejable únicamente para las pipetas graduadas recuperables.

    MATERIAL INFECTADO

    DESECHABLES RECUPERABLES

    DESINFECTAR AUTOCLAVE DESINFECTAR AUTOCLAVE

    INCINERAR LAVAR

    BASURERO

    Práctica normal.

    Incinerador bajo control del laboratorio.

  • ORGANIZACION DEL TRATAMIENTO

  • Los diseños de una cocina para tratar los materiales de laboratorio desechados deben incluir autoclaves, un trituradora, una unidad de eliminación de basura conectada por tubería de plomo al alcantarillado público, fregaderos hondos, máquinas para lavar material de vidrio, estufas de desecación, estufas de esterilización y grandes bancadas.

    Estas habitaciones deben tener disposición adecuada para evitar cualquier posible mezcla de materiales contaminados y descontaminados. Los arquitectos deben trabajar por tanto, sobre un diagrama de flujo o un plano de vías críticas, proporcionado por un microbiólogo profesional.

    Un plano de este tipo se presenta más abajo. El material contaminado llega en sus recipientes de color codificado a una bancada o una zona designada y utilizada únicamente para este fin. Se separan seguidamente de acuerdo con su color y se envían al incinerador o se cargan en el autoclave. No hay ningún cruce en esta zona. Tras la esterilización en el autoclave, los contenedores se llevan a la bancada de separación, en donde el contenido se separa en:

    • Desechos para incineración, que se ponen en bolsas de color codificado.

    • Desechos para la basura, que se ponen asimismo en bolsas de color codificado.

    • Desechos adecuados para la esclusa o unidad de eliminación de desperdicios.

    • Material recuperable que pasa a la sección o habitación siguiente para su lavado y esterilización.

    Esta sección o habitación debe tener un autoclave independiente. No deben esterilizarse en el mismo autoclave el material de desecho contaminado y el que va a volver a utilizarse o recuperarse.

    UNIDAD DE DEPOSITO FINAL DE

    INCINERADOR DE DESPERDICIOS DESECHOS

    L

    A AREA DE

    B RECEPCION AUTOCLAVE ZONA DE SALIDA

    O DE DESPERDICIOS

    R

    A

    T

    O

    R VOLVER A USAR ESTERILIZAR LAVAR

    I

    O

    Solo si el incinerador está bajo control del laboratorio.

  • PROCEDERES PARA DIVERSOS ARTICULOS

  • Antes de ser esterilizado al autoclave, deben quitarse las tapas desechables y después incluidas en la carga del autoclave de manera que no dificulten la penetración del vapor. Deben quitarse las ligaduras de las bolsas de plástico y abrir por completo las bolsas en las cestas o cubos que las mantienen.

  • MATERIAL DE VIDRIO CONTAMINADO

  • Después de esterilizarlos al autoclave, los medios de cultivo pueden verterse o extraerse y los tubos, frascos, etc., se lavan a mano o mecánicamente con un detergente adecuado. El tipo de líquido o polvos de lavado que se utilice dependerá de la dureza del agua suministrada y del método de lavado. Deben tenerse en cuenta las recomendaciones de varios fabricantes de detergentes de laboratorio.

    Los laboratorios con mucho trabajo precisan máquinas de lavado de material de vidrio. Antes de adquirir una de estas máquinas es preferible estudiar varias de ellas y preguntar a otros laboratorios cuáles son los modelos de que disponen que consideran satisfactorios. No todas las máquinas de lavado de material de vidrio son tan buenas como proclaman sus fabricantes. Un requisito previo es un buen aporte de agua destilada o desionizada.

    Si se realiza el lavado a mano, son necesarias piletas dobles, para el lavado y para el aclarado posterior y además, cuencos de plástico o de acero inoxidable para el aclarado final en agua destilada o desionizada. El agua destilada de alambiques no revestidos, independiente de la conducción de vapor, es raro sea satisfactoria para el trabajo bacteriológico.

    Los revestimientos de goma de los tapones a rosca deben separarse y lavarse por separado los revestimientos y los tapones y unirlos después. Son útiles para esto los coladores o tamices fabricados de polipropileno.

    El material de vidrio nuevo, excepto el fabricado de borosilicato o material similar, puede requerir neutralización. Cuando se esterilizan al autoclave líquidos en tubos o frascos de vidrio sódico puede liberarse álcali y alterar el pH. La inmersión durante varias horas en ácido clorhídrico al 2-3% es por lo general suficiente, aunque es conveniente comprobar una muestra llenándolos de agua destilada neutra más unas gotas de un indicador apropiado y esterilizándolos en el autoclave.

  • VASIJAS DE DESECHO

  • Después de dejarlas toda la noche para permitir que actúe el desinfectante, debe verterse cuidadosamente el contenido de las vasijas a través de un colador de polipropileno. El colador y su contenido se ponen en un cesto desechable y se esteriliza al autoclave.

    Deben utilizarse guantes de goma para estas operaciones. Las vasijas de desecho vacías se esterilizan al autoclave antes de volver al laboratorio para su uso posterior. Pueden tener contaminación residual.

    3.7.2.3. PIPETAS REUTILIZABLES

    Tras sumergirlas totalmente en desinfectante y detergente durante toda la noche, deben retirarse las pipetas con las manos enguantadas.

    Antes de lavar las pipetas, deben retirarse los tapones de algodón hidrófilo. Esto se puede hacer insertando su punta en un tubo de goma fijado al grifo de agua corriente. Los tapones que presenten dificultades para retirarlos pueden quitarse con un ganchillo. Se fabrican diversas excelentes máquinas lavapipetas que se fundan en la presión del agua y/o en la acción de sifón, aunque el lavado final debe hacerse en agua destilada o desionizada.

  • MUESTRAS DE ORINA DE 24 HORAS

  • Aunque es raro en los laboratorios de microbiología, otros departamentos de patología pueden enviarlas para su eliminación sobre la base de que pueden contener organismos patógenos. De manera ideal, deben procesarse en el departamento correspondiente de la manera siguiente.

    Debe añadirse a la orina la cantidad suficiente de desinfectante por ejemplo, hipoclorito, para que de la dilución de uso. Tras dejarla toda la noche, la orina debe verterse cuidadosamente en el fondo de la pila o sumidero para que se reúna con productos similares del alcantarillado público. Los recipientes, que generalmente son de plástico, pueden ponerse en bolsas de color codificado para la incineración.

    • INCINERACION

    Los problemas con este método de eliminación son asegurarse de que los desechos llegan realmente al incinerador y que son totalmente esterilizados, es decir que nada queda sin esterilizar, ya sea como material incombustible o que escape por la chimenea. Es raro que el incinerador esté controlado por el personal de laboratorio. En ocasiones ni siquiera bajo el control del personal del hospital o de la institución, sino a cierta distancia fuera del establecimiento y el material contaminado e infeccioso debe enviarse a él por vías públicas. Puede ser que no llegue nunca o que no se incinere.

    Los incineradores no siempre son eficientes. Ninguno de ellos está controlado. Pueden hallarse entre las cenizas materiales incombustibles y de su aparición puede dudarse si habrán sido suficientemente calentados para matar a los microorganismos. Hemos recogido restos de animales sin quemar, incluso pieles y plumas y vísceras en un incinerador de laboratorio. El tiro de aire puede arrastrar microorganismos por la chimenea a la atmósfera, si está demasiado cargado o la carga mal distribuida. Darlow (comunicación personal) ha recuperado gérmenes en placas expuestas sobre una chimenea. Recomienda que los incineradores utilizados para material infeccioso dispongan de retroquemadores, de manera que quemen su propio humo y conviertan sus emanaciones en inocuas. Esta recomendación está recogida en el Código de Práctica (DHSS, 1978) que exige también una supervisión adecuada de la incineración de desechos de laboratorio infectados9.

    Ala vista de los problemas e incertidumbres asociadas con la incineración, parece aconsejable utilizar este método únicamente para materiales que se han esterilizado al autoclave o se han desinfectado y que, por razones estéticas u otras causas, no puedan echarse a la basura. Puede haber excepciones, naturalmente, y es un ejemplo de ello los recipientes para muestras de orina de 24 horas. Debe tenerse cuidado cuando se incineran los plásticos. Puede producirse un humo fuertemente tóxico y se recomienda generalmente que los materiales plásticos no sobrepasen el 20 % de la carga.