Bioenergética: Citrocromo C Reductasa

Química. Proteínas. Átomos. Fosforilación oxidativa. Concentración. Halobacterias. Gradiente de sacarosa

  • Enviado por: Juancho
  • Idioma: castellano
  • País: España España
  • 7 páginas
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BIOENERGÉTICA Y TRANSPORTE: ACTIVIDAD DE

LA CITOCROMO C REDUCTASA

1º BIOQUÍMICA. UNIVERSIDAD MIGUEL HERNÁNDEZ ELCHE (ALICANTE)

ACTIVIDAD DE LA CITOCROMO C REDUCTASA

*ESPECTROS DEL CITOCROMO C OXIDADO Y REDUCIDO

Los citocromos son proteínas transportadores de electrones que participan en los fenómenos de fosforilación oxidativa. Presentan grupos hemos cuyo átomo de Fe puede alternar entre dos estados: Fe+2 o Fe+3 según se encuentre reducido u oxidado respectivamente. Para saber si un citocromo está oxidado o reducido podemos obtener su espectro de absorción. Cuando están reducidos aparece un tercer pico de absorción, llamado , que no aparece en el estado oxidado del citocromo. Concretamente, en el caso del citocromo c este pico aparece a una longitud de onda de 550 nm.

Un grupo de prácticas se encargó de confirmar este hecho haciendo el espectro de absorción tanto para citocromo c oxidado como reducido. Para reducir el citocromo “in vitro” se usó el ditionito sódico. El resultado obtenido certificó que el citocromo c reducido presenta un pico a 550 nm que no aparecía cuando éste estaba oxidado. Para ello se preparó en un tubo de ensayo 30 l de sustrato, así como 20 l de enzima, 900 l de tampón y 100 l de Tween-20. En total se trabajó con un volumen de 1030 l. Se hizo el espectro de absorción y se obtuvo un máximo de absorción de 0,524 a 550 nm.

A =  · c · l

0,524 = 21 · c ·1; c = 0,0249 mM.

V · C = V´ · C´

1030 l · 0,0249 mM = 30l · C´; C´ = 0,8549 mM

V · C = V´ · C´

60 l · 0,8549 mM = 1080 l · C´; C´= 0,04749 mM

Hemos cogido 60 l por que este fue el volumen que se asignó a nuestro grupo, el grupo 5. Las concentraciones correspondientes a los otros grupos fueron:

GRUPO

VOLUMEN

CONCENTRACIÓN

1

20 l

0,0164 mM

2

30 l

0,0244 mM

3

40 l

0,0322 mM

4

50 l

0,0399 mM

5

60 l

0,0474 mM

6

80 l

0,0621 mM

*MEDIDA DE LA ACTIVIDAD DE LA CITOCROMO C REDUCTASA

El objetivo de este apartado es medir la transferencia de electrones desde el citocromo c reducido al citocromo c oxidado, formándose citocromo c reducido que tendrá un pico de máxima absorción a una longitud de onda cercana a los 550nm. Esta transferencia está catalizada por nuestra enzima, la citocromo c reductasa, y para medir su actividad se siguió el protocolo marcado en la página 125 del guión de prácticas. Nuestro grupo usó 60 l de citocromo c oxidado como sustrato.

Los resultados obtenidos aparecen en la tabla de la página siguiente:

TIEMPO (seg.)

ABSORBANCIA550

CONCENTRACIÓN

(mM)

VELOCIDAD

(mM / seg.)

0

0,385

0,018

0

10

0,409

0,019

1,9 · 10-3

20

0,449

0,021

1,05 · 10-3

30

0,476

0,022

7,33 ·10-4

40

0,502

0,023

5,75 ·10-4

50

0,526

0,025

5 ·10-4

60

0,549

0,026

4,33 ·10-4

70

0,569

0,027

3,85 ·10-4

80

0,587

0,027

3,37 ·10-4

90

0,605

0,028

3,11 ·10-4

100

0,621

0,029

2,9 ·10-4

110

0,635

0,03

2,7 ·10-4

120

0,649

0,03

2,5 ·10-4

130

0,661

0,031

2,38 ·10-4

140

0,673

0,032

2,28 ·10-4

150

0,683

0,032

2,13 ·10-4

180

0,708

0,033

1,83 ·10-4

210

0,728

0,034

1,61 ·10-4

240

0,744

0,035

1,45 ·10-4

300

0,766

0,036

1,2 ·10-4

360

0,781

0,037

1,02 ·10-4

La representación del valor de la concentración de producto aparecido con respecto al tiempo se representa a continuación:

Bioenergética: Citrocromo C Reductasa


De la gráfica anterior consideramos los 8 primeros puntos. Los representamos e hicimos un ajuste lineal. Los resultados aparecen en la siguiente representación gráfica.

Bioenergética: Citrocromo C Reductasa

Del valor de la pendiente obtengo el valor de la velocidad máxima que en este caso es de 0,000232 mM / segundo para una concentración de 0,047 mM. El resto de los grupos realizaron este mismo proceso para obtener el valor de Vmax. Los resultados obtenidos para cada uno de los grupos fue de:

GRUPO

SUSTRATO (mM)

1 / S

VMAX (mM / seg)

1 / V

1

0,0164

60,975

5,46 · 10-5

18315,018

2

0,0244

40,983

8,5 · 10-5

11764,705

3

0,0322

31,055

0,00011

9090,909

4

0,0399

25,062

0,0002

5000

5

0,0474

21,097

0,00023

4347,826

6

0,0621

16,103

0,0009

1111,111

El valor de 1/S y 1/V se calcula con el fin de realizar la representación de Lineweaver-Burk.

La representación de estos valores nos dará el valor de KM y VMAX de la citocromo reductasa. Para ello usamos el programa informático “Hyper”. Los resultados obtenidos se muestran a continuación:

Bioenergética: Citrocromo C Reductasa

LA BACTERIORRODOPSINA: BOMBA DE H+ EN HALOBACTERIA

*PREPARACIÓN DE LAS MEMBRANAS:

Partimos de un tubo en cuyo interior encontramos un cultivo de halobacterias. Estas aparecen como una masa viscosa de color rojizo. Este color rojizo se debe básicamente a la presencia de grandes cantidades de una proteína de membrana, la bacteriorrodopsina, cuyo cromóforo es el retinal. Añadimos 10 ml de agua destilada a nuestro cultivo de bacterias con el fin de provocar la lisis debido a un paso de agua hacia el interior celular, más concentrado que el medio externo. Tras ello se produce una centrifugación a 13.000 g durante 15 minutos, obteniendo un pellet que es lógicamente lo que nos quedamos. Este precipitado obtenido se resuspende en 10 ml (y no 100 ml cómo se nos dice en el guión!!) de 0,1 M de NaCl y DNAasa con el fin de hidrolizar el DNA liberado pues este provoca una gran viscosidad lo cual no es adecuado para realizar centrifugaciones. Tras un período de incubación largo realizamos otra centrifugación, esta vez a 40.000 g durante 40 minutos. Las características de nuestro cultivo de halobacterias se pueden definir según los valores de D.O.600 y D.O.560 que nos indican el crecimiento y la cantidad de retinol que se ha formado respectivamente. Los valores obtenidos fueron de D.O.600 = 0,72 y D.O.460 = 1,02.

*PREPARACIÓN DEL GRADIENTE DE SACAROSA:

Para la preparación del gradiente de sacarosa partimos de una disolución madre de sacarosa al 60%. Para ello, pesamos 60 gramos de sacarosa y lo disolvemos en 40 gramos de agua destilada, o sea, en 40 ml de agua destilada pues la densidad del agua destilada es de 1 g/ml. Tras ello se procede a la obtención de 3,6 ml de sacarosa al 50%, 45%, 40% 35% y 30%. En el caso de la solución de sacarosa al 60% se echaron solamente 1,5 ml al tubo de centrífuga y no 3,6 ml. Los cálculos necesarios se muestran a continuación:

V · C = V´ · C´

3,6 ml · 50% = V´ · 60%; V´ = 3 ml del frasco de sacarosa al 60% y 0,6 ml de agua destilada para así

alcanzar los 3,6 ml que necesitamos.

V · C = V´ · C´

3,6 ml · 45% = V´ · 60%; V´ = 2,7 ml de sacarosa al 60% y 0,9 ml de agua destilada

V · C = V´ · C´

3,6 ml · 40% = V´ · 60%; V´ = 2,4 ml de sacarosa al 60% y 1,2 ml de agua destilada

V · C = V´ · C´

3,6 ml · 35% = V´ · 60%; V´ = 2,1 ml de sacarosa al 60% y 1,5 ml de agua destilada

V · C = V´ · C´

3,6 ml · 30% = V´ · 60%; V´ = 1,8 ml de sacarosa al 60% y 1,8 ml de agua destilada

Una vez obtenidas las distintas disoluciones de sacarosa se procedió a la preparación del gradiente de densidad. Para ello, y con la ayuda de una pipeta Pasteur se fueron depositando las distintas concentraciones de sacarosa, empezando por la más concentrada, la de sacarosa al 60%. Una vez hecho se depositó la muestra y se procedió a la centrifugación. Los resultados los obtuvimos al día siguiente pues la centrifugación se llevó a cabo durante 24 h a 70.000 g y a una temperatura de 4º C. Como en el caso de la mayoría de los grupos, no obtuvimos membrana púrpura pero sí membrana roja situada en la interfase 40-45%. En el caso de que hubiéramos obtenido membrana púrpura ésta tendría que haber aparecido por debajo de la membrana roja.

Recogimos la fracción de membrana roja con una pipeta Pasteur y con especial cuidado par así recoger la mínima cantidad posible de sacarosa. Tras ello, se midió la absorbancia de la misma a longitudes de onda comprendidas entre 240 y 700 nm, obteniendo 3 picos de máxima absorción.

 (nm)

ABSORBANCIA

538

0.657

502

0.89

475

0.811

Si hubiéramos obtenido membrana púrpura y hubiéramos hecho este barrido desde 240 a 700 nm tendríamos únicamente un pico a 560 nm que correspondería al retinal. Seguramente una de las principales causas por las cuales no pudimos obtener dicha membrana fue por un mal proceso de lisado de la bacteria.

*DETERMINACIÓN DE LA ACTIVIDAD TRANSPORTADORA DE H+ :

En este apartado de la práctica se quería demostrar la presencia de transporte de protones (variación el pH del medio) como consecuencia del transporte electrónico. En primer lugar ajustamos el pH a una valor de pH de 7,2 ( a pesar de que en el guión ponía de pH 7,5) para así poder partir de una valor de referencia a partir del cual pudiéramos observar la variación en el pH como consecuencia de la variación en la concentración de protones externa. Una vez estabilizado el pH sometimos a la muestra de bacterias a ciclos de luz-oscuridad de 16 minutos total de duración (luego 8 minutos de luz seguidos de 8 minutos de oscuridad). Con ayuda de un pHmetro se observaron los cambios producidos en el pH como consecuencia de estos ciclos.

LUZ

(cada 8 min)

OSCURIDAD

(cada 8 min)

7.20

7.22

7.22

7.18

7.10

7.10

7.08

7.08

Tras observar estos resultados decidimos subir el pH a 8, para observar una mejor variación. Además de ello se tomaron medidas no cada 8 minutos sino a los 3, 5 y 7 minutos durante el ciclo de luz, dejando posteriormente 8 minutos de oscuridad y ver así si se recuperaba el sistema. Los resultados obtenidos fueron los siguientes: luz al minuto 3, 5 y 7. Dejando posteriormente 8 minutos de oscuridad y viendo si el sistema se recupera:

TIEMPO

VALOR DE pH

3 minutos de LUZ

7,93

5 minutos de LUZ

7,85

7 minutos de LUZ

7,84

8 minutos de OSCURIDAD

7,74

Tras los 8 minutos de oscuridad vimos que el sistema no se recuperó y que el pH continuó bajando hasta 7,74 cuando debería haber pasado todo lo contrario, es decir, debería haber aumentado. Esto era lo esperado pues no habíamos conseguido aislar la membrana púrpura y por tanto la determinación de la actividad transportadora de protones no nos iba a dar correctamente.

CUESTIONES:

1.- ¿Qué ocurriría si en vez de un inhibidor de la ATP-sintasa como el DCCD se pusiera un inhibidor de la bacteriorrodopsina?

Si pusiéramos un inhibidor de la bacteriorrodopsina no obtendríamos gradiente de protones y en consecuencia, no obtendríamos variación en el valor de pH. Hay que aclarar que la bacteriorrodopsina únicamente se encarga del transporte de protones al exterior pero no de la síntesis de ATP a partir de la fuerza protón-motriz almacenada, de esto último se encarga la ATPsintasa.

2.- ¿Y un desacoplador?

Un desacoplador es un análogo a la ATP-sintasa pero sin capacidad para crear ATP a partir de la fuerza protón-motriz. Luego la presencia de un desacoplador provocaría un gradiente de protones (pues no estamos afectando a la bacteriorrodopsina) pero sin síntesis de ATP.

Bioenergética: Citrocromo C Reductasa

19/04/02 12:51

Linear Regression for Data1_B:

Y = A + B · X

Parameter Value Error

------------------------------------------------------------

A 0.018 1.92879E-4

B 2.32143E-4 4.61069E-6

------------------------------------------------------------

R SD N

------------------------------------------------------------

0.99637 2.98807E-4 8

------------------------------------------------------------

KM = -7,122 · 10-2

VMAX = -1,32 · 10-4 mM/ seg

Los valores obtenidos tanto de KM como de VMAX son incoherentes pues son de signo negativo.