Análisis químico

Química. Cromatografía. Separación. Disolución. Componentes: mezcla. Cromatograma

  • Enviado por: Christian
  • Idioma: castellano
  • País: España España
  • 80 páginas

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PRÁCTICA 1:

“SEPARACIÓN Y CARACTERIZACIÓN DE LOS COMPONENTES DE UNA ESENCIA MEDIANTE CROMATOGRAFÍA EN CAPA FINA”

PRÁCTICA 1: “Separación por cromatografía en capa fina”

ð ðρðððδððððððð ððððρðððððððð

Para comenzar, se han preparado 50 ml de una mezcla tolueno-acetato de etilo de composición 95:5 (v/v), para lo que hemos tomado 2.5 ml de acetato con una pipeta y los hemos llevado a un matraz con aforo de 50 ml que hemos enrasado por adición de tolueno.

Hemos tomado una placa de sílice de tamaño igual a la mitad del de una placa comercial (cortando con tijeras) y la hemos mantenido en la estufa unos minutos para su activación.

A continuación se han preparado las disoluciones indicadas a partir de los patrones proporcionados:

  • Disolución de eucaliptol: en un vaso de precipitados se han vertido 3 gotas de patrón eucaliptol tomadas con pipeta Pasteur, sobre 10 ml de la fase móvil previamente preparada, tomados con una pipeta de capacidad 10 ml.

  • Disolución de linalol: en un vaso de precipitados se han vertido 3 gotas de patrón linalol tomadas con pipeta Pasteur, sobre 10 ml de la fase móvil previamente preparada, tomados con una pipeta de capacidad 10 ml.

  • Disolución de timol: en un vaso de precipitados se han colocado 0.2 g de patrón timol pesados sobre un vidrio de reloj con la balanza analítica, a los que se han añadido 10 ml de la fase móvil previamente preparada, tomados con una pipeta de capacidad 10 ml.

  • Disolución de esencia de romero: en un vaso de precipitados se han vertido 2 gotas de esencia tomadas con pipeta Pasteur, sobre 3 gotas de la fase móvil previamente preparada, tomados con pipeta Pasteur.

Sobre la placa fina de gel de sílice, ya a temperatura ambiente, hemos trazado con lapicero una línea a 2 cm del borde de la misma, sobre la que se ha colocado una gota de cada una de las disoluciones preparadas, así como de la mezcla problema, repartidas uniformemente por todo el ancho de la placa. También se han marcado los perímetros de las gotas y se han numerado las mismas para una posterior identificación:

Mientras la fase móvil ascendía por la placa arrastrando a los analitos, hemos preparado la disolución de revelado, pesando sobre un vidrio de reloj y en balanza analítica 10 g de vainillina, que se han llevado a un vaso de precipitados al que se añaden 2 ml de H2SO4 (98%) y etanol (sin llegar a completar los 100 ml) para diluir el sólido. Hemos llevado la disolución resultante a un matraz de aforo 100 ml, que se ha enrasado por adición de etanol. La disolución se introdujo en el nebulizador, que es de ayuda a la hora de aplicarla sobre la capa fina.

Cuando el frente de fase móvil alcanzó una altura a 2 cm del borde superior de la placa, se extrajo la misma de la cámara cromatográfica, marcando la altura alcanzada por el frente.

Una vez seca, la placa se nebulizó con la disolución etanólica de vainillina sufúrica y se dejó secar en la estufa durante unos minutos. El resultado se puede apreciar en la página 8.

ðððððρðρððððððð δð ððσ ρðσððððδðσð

Los componentes de la mezcla problema y de la esencia se han separado debido a los distintos coeficientes de retención de los mismos en la fase móvil elegida (disolución tolueno-acetato de etilo). Cada mancha coloreada sobre la capa fina representa uno de estos componentes, que se pueden identificar observando la altura alcanzada por cada componente puro (las manchas 1, 2 y 3 de la placa).

Así, observamos que la mancha problema contiene los tres patrones empleados: eucaliptol, linalol y timol. La esencia de romero contiene estos mismos componentes y, además, otros que no podemos identificar. Estos resultados se pueden determinar más estrictamente calculando los factores de retraso (Rf = dr/dm) de cada componente y de las mezclas analizadas. Fijándonos en la figura de la página siguiente, las distancias recorridas por los patrones y la fase móvil son:

deucaliptol= 5.7 cm dtimol= 7.5 cm dlinalol= 3.8 cm dm= 15.9 cm

PLACA FINA

Por tanto, los factores de retraso para los patrones son:

Rf-eucaliptol= 0.358 Rf-timol = 0.472 Rf-linalol = 0.239

Las distancias recorridas por los componentes de la muestra problema, que corresponde a la posición (4) de la placa, son:

d1= 5.7 cm d2= 7.5 cm d3= 3.8 cm

Y, por tanto, sus factores de retraso son:

Rf-1= 0.358 Rf-2 = 0.472 Rf-3 = 0.239

Estos resultados nos permiten establecer la identidad de las manchas que aparecen en la cromatografía de la mezcla problema:

  • La mancha número 1 corresponde al compuesto eucaliptol, por lo que se puede asegurar que la mezcla contiene este componente.

  • La mancha número 2 corresponde al compuesto timol, por lo que se puede asegurar que la mezcla contiene este componente.

  • La mancha número 3 corresponde al compuesto linalol, por lo que se puede asegurar que la mezcla contiene este componente.

A continuación realizamos la misma disertación para la esencia de romero, que corresponde a la posición (5) en la placa; las distancias alcanzadas por las manchas que se pueden llegar a distinguir son:

d1= 0 cm d2= 2.3 cm d3= 3.2 cm d4= 3.8 cm

d5= 5.7 cm d6= 10.1 cm d7= 14.5 cm

Cuyos factores de retraso correspondientes son:

Rf-1= 0 Rf-2 = 0.145 Rf-3 = 0.201 Rf-4= 0.239

Rf-5 = 0.358 Rf-6 = 0.635 Rf-7 = 0.912

Estos resultados y los de los patrones analizados nos permiten identificar dos manchas: las que alcanzan las distancias 3.8 cm (correspondiente al linalol) y 5.7 cm (correspondiente al eucaliptol). Podemos asegurar que la esencia de romero contiene los compuestos eucaliptol y linalol; sin embargo, no podríamos determinar la presencia de timol en la misma, ya que en la región en que debiera aparecer su mancha característica se ha formado un cúmulo de manchas (bien debido a la existencia de varios compuestos con un factor de retraso semejante en la muestra, o bien a que la región de la placa se ha encontrado en contacto con la pared de la cámara durante el experimento) que no permite su distinción. Por tanto, para determinar si la esencia de romero contiene timol, deberíamos repetir el experimento, a ser posible, con una placa de mayor longitud que permita una mejor separación de los compuestos presentes en la esencia.

El resto de manchas podrían ser identificadas realizando la cromatografía para otros patrones que pueda contener la esencia y observando si los valores de sus factores de retraso coinciden con los de los componentes de la misma.

ððððσðððððσð

1. A la vista de los valores de Rf obtenidos, ¿se encuentran presentes el eucaliptol, el linalol y el timol en la muestra problema? ¿Y en la esencia de romero?

Los tres compuestos se hallan presentes en la muestra problema. En la esencia de romero, podemos asegurar la presencia del eucaliptol y del linalol; sin embargo, no podemos asegurar la presencia de timol, ya que la placa no se aprecia con claridad. Debiéramos repetir el experimento para saber si dicho componente se encuentra en la esencia.

2. Sugiere un método alternativo para confirmar la identidad de los componentes presentes en la esencia.

Podríamos realizar una cromatografía de líquidos de alta resolución, empleando la misma fase móvil, u otra de igual naturaleza. También sería útil una cromatografía de gases. Además, estos métodos tienen la ventaja de poder conectar los instrumentos a un ordenador, permitiendo el tratamiento informático de los datos. Ambos métodos son de carácter cuantitativo, por lo que no sólo permiten determinar la identidad de los componentes de la esencia, sino también la concentración de los mismos en ésta.

PRÁCTICA 2:

“CROMATOGRAFÍA LÍQUIDA DE ALTA RESOLUCIÓN”

(HPLC)

PRÁCTICA 2: “Cromatografía líquida de alta resolución”

ððρðððδððððððð ððððρðððððððð

No ha sido necesario preparar la fase móvil, ya que ésta ya se encontraba colocada en el cromatógrafo, previamente desgasificada. Se trata de una mezcla acetonitrilo-agua en proporción 58:42 (v/v).

Hemos fijado la velocidad a la que fluirá la fase móvil en 0.5 ml/min, y la longitud de onda a la que trabajará el detector en 254 nm. Una vez que la fase móvil ha recorrido la columna, hemos comenzado a inyectar las distintas disoluciones, limpiando en cada inyección la jeringa repetidas veces, tanto con acetonitrilo como con la disolución a inyectar.

En primer lugar hemos inyectado la disolución de uracilo (hasta llenado del depósito acoplado a la válvula de inyección), que no ha sido retenida, por lo que el tiempo que tarda en recorrer la columna es lo que denominaremos tiempo muerto (tm). Por tanto:

tr-uracilo = 2.076 min = tm,

como se aprecia en el cromatograma de la página 15.

En segundo lugar hemos inyectado la disolución de fenol. La lectura que proporciona el cromatógrafo aparece representada en la página 17. De modo que el tiempo de retención en la columna para el fenol es:

tr-fenol = 3.192 min.

Seguidamente se ha inyectado la disolución de tolueno, obteniendo el cromatograma que se muestra en la página 19. El tiempo de retención para el tolueno es, por tanto:

tr-tolueno = 7.636 min.

A continuación hemos inyectado en el cromatógrafo la mezcla constituida por fenol y tolueno (50%). La respuesta proporcionada se encuentra en la página 21, y en ella se observan dos picos correspondientes a los dos componentes de la mezcla:

  • El primero aparece a 3.240 min, y corresponde al fenol.

  • El segundo aparece a 7.672 min, correspondiente al tolueno.

Por último se han inyectado las dos muestras problema facilitadas, cuyos cromatogramas se aprecian en las páginas 23 (muestra denominada “A”) y 25 (muestra “B”). Se obtienen los siguientes picos cromatográficos:

  • Para la muestra “A” aparece un pico a los 7.648 min, lo cual denota la presencia de tolueno en la misma.

  • En la muestra “B” aparece un pico a los 3.190 min, que se debe a que el problema contiene fenol.

Debido al poco tiempo disponible, se decidió no realizar el último apartado de la experimentación: la determinación cuantitativa de los componentes de ambas muestras problema. Puede servir como ejemplo del procedimiento que se debiera llevar a cabo en esta etapa de la práctica, el apéndice 2.4 -“Cuantificación de tolueno utilizando ciclohexano como estándar interno”- correspondiente a la práctica nº 6 (“Cromatografía de gases”), que aparece en la página 70.

Cromatograma del uracilo

Datos uracilo

Cromatograma fenol

Datos fenol

Cromatograma tolueno

Datos tolueno

Cromatograma mezcla

Datos mezcla

Cromatograma muestra a

Datos muestra a

Cromatograma muestra b

Datos muestra b

ðððððρðρððððððð δð ρðσððððδðσ ð ðððððððσð

1. Calcular el tiempo muerto a partir del cromatograma obtenido para la disolución de uracilo.

tm = 2.076 min

2. Calcular los tiempos de retención, tiempos de retención corregidos, volúmenes de retención, volúmenes de retención corregidos, factores de capacidad para el fenol y tolueno.

Los tiempos de retención que proporcionan los cromatogramas son:

tr-fenol= 3.192 min = 191.52 s tr-tolueno= 7.636 min = 458.16 s

Los tiempos de retención corregidos (tr´ = tr - tm) son:

t´r-fenol= 1.116 min = 66.96 s t´r-tolueno= 5.56 min = 333.6 s

Los volúmenes de retención (Vr = tr x F) obtenidos, teniendo en cuenta que se ha impuesto un flujo constante de fase móvil de 0.5 ml/min, son:

Vr-fenol= 1.596 ml Vr-tolueno= 3.818 ml

Los volúmenes de retención corregidos (Vr´ = Vr - Vm) se calculan teniendo en cuenta que Vm = tm x F = 2.076 min x 0.5 ml/min = 1.038 ml. Por tanto:

V´r-fenol= 0.558 ml V´r-tolueno= 2.780 ml

Por último, los factores de capacidad (k´ = tr´/tm) correspondientes al fenol y al tolueno son:

k´fenol= 0.538 k´tolueno= 2.678

3. Calcular el factor de selectividad y la resolución de la columna para la mezcla fenol/tolueno.

El factor de selectividad de la columna para esta mezcla ( = t´r-tolueno/t´r-fenol) se calcula observando que la columna retiene más al tolueno que al fenol:

 = 4.982

La resolución de la columna (R = 2[tr-tolueno-tr-fenol]/[Wfenol+Wtolueno]) para la mezcla analizada se calcula a partir de los valores de la anchura correspondientes a las bandas que aparecen en el cromatograma; según la información proporcionada por este:

Wfenol/2 = 9.9 s ! Wfenol = 19.8 s

Wtolueno/2 = 19.0 s ! Wtolueno = 38 s

También necesitamos los valores de los tiempos de retención de cada componente en la mezcla, medidos en segundos:

tr-fenol = 3.240 min = 194.4 s tr-tolueno = 7.672 min = 460.32 s

Por tanto, la resolución de la columna para esta mezcla es:

R = 9.201

Como la resolución es mayor que 1.5, los picos de ambos componentes se encuentran suficientemente separados entre sí.

4. Calcular el número de platos teóricos de la columna y la altura de plato a partir del componente más retenido.

El componente que más se retiene en la columna es el tolueno, por lo que el número de platos teóricos (N = 16t2r-tolueno/W2tolueno) de la columna es:

N = 2347 platos

La altura equivalente de plato teórico (HEPT = L/N) se calcula teniendo en cuenta que la longitud de la columna cromatográfica es de 15 cm:

HEPT = 6.39x10-3 cm = 0.0639 mm

5. Calcular la concentración del compuesto presente en las muestras problema.

No podemos dar respuesta a la cuestión número 5, puesto que se suprimió esta parte de la experimentación y carecemos de los datos necesarios. Sin embargo, comparando los cromatogramas correspondientes a las muestras problema con los de las disoluciones de uracilo, fenol y tolueno, podemos asegurar que la muestra “A” contiene tolueno y la “B”, fenol.

PRÁCTICA 3:

LEY DE BEER;

PREPARACIÓN DE UNA RECTA DE CALIBRADO”

PRÁCTICA 3: “Ley de Beer. Preparación de una recta de calibrado”

ððρðððδððððððð ððððρðððððððð

Para comenzar hemos preparado las disoluciones de KMnO4 indicadas a partir de la disolución estándar 10-3M de KMnO4:

  • Preparamos 100 ml de disolución 0.1 mM de KMnO4 vertiendo en un matraz aforado 10 ml de disolución estándar de KMnO4 10-3M con una pipeta de 10 ml, y enrasando por adición de agua destilada.

  • Preparamos 100 ml de disolución 0.2 mM de KMnO4 mediante el mismo procedimiento, pero tomando 20 ml de disolución estándar, esta vez empleando una probeta de 100 ml.

  • Preparamos 100 ml de disolución 0.3 mM de KMnO4 mediante el mismo procedimiento, pero tomando 30 ml de disolución estándar.

  • Preparamos 100 ml de disolución 0.4 mM de KMnO4 mediante el mismo procedimiento, pero tomando 40 ml de disolución estándar.

Seguidamente registramos el espectro de absorción de la disolución de KmnO4 0.3 mM preparada, seleccionando las siguientes condiciones de medida:

  • El barrido se realizó desde =350 nm hasta =750 nm (en este caso al contrario, ya que el espectrofotómetro actúa de mayor a menor longitud de onda).

  • El transductor de salida proporcionó medidas de la absorbancia (por tanto tomando valores en el eje Y desde 0 hasta 1).

  • La corrección del blanco se realizó midiendo la absorbancia del agua destilada e imponiendo al programa el valor 0 para la misma.

Con todo ello, el espectro de absorción correspondiente a la disolución de KMnO4 0.3mM, es el que se muestra en la página 33. En él podemos apreciar que la absorbancia máxima corresponde a:

Amáx = 0.697,

y se alcanza a una longitud de onda:

máx = 525.0 nm

Esta fue la longitud de onda a la que operamos para realizar la curva de calibración requerida en la siguiente etapa, la correspondiente al máximo de absorción de la disolución.

A continuación se ha construido una recta de calibrado empleando las cuatro disoluciones de KMnO4 preparadas en el apartado anterior. Para ello, hemos realizado tres medidas de la absorbancia de cada una a la longitud de onda = 525.0 nm, corrigiendo el blanco antes de introducir cada disolución en el espectrofotómetro. Los valores de absorbancia obtenidos aparecen en la siguiente tabla:

Concentración (mM)

0.1

0.2

0.3

0.4

Absorbancia

0.2416

0.2417

0.2417

0.4667

0.4667

0.4666

0.7167

0.7163

0.7163

0.9604

0.9603

0.9602

Absorbancia media

0.2417

0.4667

0.7164

0.9603

ðσððððρð δðð ððððð ððð ðð

ðððððρðρððððððð δð ρðσððððδðσ ð ðððσðððððσð

1. Con los datos obtenidos realizar una recta de calibrado para el permanganato potásico.

Para construir esta recta de calibrado representamos la absorbancia de cada disolución frente a su concentración, empleando los datos que aparecen en la tabla de la página 32, y realizamos un ajuste por el método de mínimos cuadrados. El resultado es la recta que se muestra en la página siguiente. En ella se aprecia que la recta presenta la ecuación:

A = 2.3885 " c

2. Dada una muestra problema de KMnO4, determinar la concentración de la misma.

Para ello, medimos la absorbancia de la muestra y llevamos el valor a la recta de calibrado, obteniendo así la concentración requerida. Las medidas que proporciona el espectrofotómetro son:

A1 = 0.7942 A2= 0.7951 A3 = 0.7951

Cuyo valor medio es:

A = 0.7948

La concentración que corresponde a esta absorbancia, según la recta de calibrado, es:

A = 2.3885 " c ! cproblema = 0.7948/2.3885 = 0.3328 mM " 0.33 mM

3. Calcular la absortividad molar del KMnO4 a  = 538 nm.

Para ello podríamos aplicar directamente la ley de Beer, midiendo la absorbancia de una disolución de KMnO4 de concentración conocida a la longitud de onda requerida ( = 538 nm) y sustituyendo:

A = a " b " c !  = a/c = A/bc2,

donde b es el camino óptico, la distancia entre las caras transparentes de la cubeta de medida, que es de 1cm:

Sin embargo, hemos aplicado un procedimiento más exacto: se ha construido una nueva recta de calibrado, siguiendo los pasos de la cuestión 1, empleando las disoluciones de KMnO4 preparadas, pero ahora realizando las medidas de absorbancia a la nueva longitud de onda,  = 538 nm. Para ello hemos preparado una nueva tabla:

Concentración (mM)

0.1

0.2

0.3

0.4

Absorbancia

0.2044

0.2041

0.2041

0.3930

0.3930

0.3930

0.5949

0.5943

0.5945

0.8058

0.8059

0.8059

Absorbancia media

0.2042

0.3930

0.5945

0.8059

La ecuación de la recta de calibrado (ver página 37), construida empleando el método de ajuste por mínimos cuadrados es:

A = 1.9991 " c,

y la pendiente de la misma es:

m = 1.9991

Si la comparamos con la ley de Beer:

A = a " b " c ! m = a " b ! a = m/b

Según la definición de absortividad molar:

 = a/c = m/b"c

La absortividad molar buscada es:

 = 1.9991/1"c

Para la disolución de KMnO4 0.3 mM, por ejemplo:

0.3mM = 1.9991/0.0003 = 6663.37 l"mol-1"cm-1

PRÁCTICA 4:

“DESPLAZAMIENTOS DE MÁXIMOS DE ABSORCIÓN EN ESPECTROS DE UV-VIS”

PRÁCTICA 4: “Desplazamientos de máximos de absorción en espectros de UV-Vis”

ððρðððδððððððð ððððρðððððððð

En primer lugar hemos preparado 100 ml de disolución CuCl2 0.05M a partir de CuCl2"2H2O sólido, diluyendo, en una porción de agua destilada, 0.8524 g de CuCl2"2H2O, pesados sobre un vidrio de reloj en la balanza analítica, y completando los 100 ml por adición de agua destilada en un matraz aforado hasta el enrase, ya que:

c = 0.05 M ! Necesitamos 0.005 moles para preparar 100 ml de disolución;

0.005 " MCuCl2"2H2O = 0.8524 g CuCl2"2H2O, donde MCuCl2"2H2O = 170.48 g/mol

En segundo lugar, hemos vertido 10 ml de esta disolución en cinco tubos de ensayo numerados del 1 al 5, a los que se han añadido 0, 1, 2, 4 y 15 gotas, respectivamente, de la disolución acuosa de amoniaco facilitada.

Seguidamente registramos los espectros de absorción de los tubos 1 (10 ml de CuCl2 0.05 M) y 5 (10 ml de CuCl2 0.05 M + 15 gotas de NH3(ac)), con un barrido desde  = 400 nm hasta  = 850 nm. Los máximos de absorción que se alcanzan son:

  • Tubo nº 1: según el espectro que aparece en la página 42,

Amax = 0.626 max = 810 nm

  • Tubo nº 5: según el espectro que aparece en la página 43,

Amax " 2.3 max " 607 nm

A continuación repetimos el experimento empleando NiNO3 en lugar de CuCl2 y nuevas cantidades de NH3(ac) en los tubos de ensayo. Se prepararon 100 ml de disolución de NiNO3 0.08M a partir de NiNO3"6H2O sólido, diluyendo, en una porción de agua, 2.3265 g del mismo pesados sobre un vidrio de reloj en balanza analítica, y completando los 100 ml por adición de agua en un matraz aforado hasta enrasar, ya que:

c = 0.08 M ! Necesitamos 0.008 moles de NiNO3"6H2O para 100 ml

0.008 " MNiNO3"6H2O = 2.3265 gNiNO3"6H2O, donde MNiNO3"6H2O = 290.81 g/mol

Se vertieron 10 ml de esta disolución en cinco tubos de ensayo numerados del 1 al 5, a los que se añadieron 0, 1, 2, 10 y 25 gotas, respectivamente, de la disolución acuosa de NH3 facilitada.

Espectro cucl2 - 1

Espectro cucl2 -2

Seguidamente registramos los espectros de absorción de los tubos 1 (10 ml de NiNO3 0.05 M) y 5 (10 ml de NiNO3 0.05 M + 25 gotas de NH3(ac)), con un barrido desde  = 400 nm hasta  = 850 nm. Los máximos de absorción que se alcanzan son (pág. 45):

  • Tubo nº 1: según el espectro que aparece en la página 45,

Amax " 0.15 max " 744.8 nm

  • Tubo nº 5: según el espectro que aparece en la página 45,

Amax " 0.42 max " 582.8 nm

ðððððρðρððððððð δð ρðσððððδðσ ð ðððσðððððσð

1. Indica las diferencias observadas al añadir las distintas cantidades de disolución amoniacal a las disoluciones de CuCl2 y NiNO3.

La diferencia que se aprecia a simple vista es un cambio de color del contenido de los tubos de ensayo. Cuanto más disolución de amoniaco se añade a estas sales, más intensa es su coloración. Además, en los tubos 2, 3 y 4 se han producido suspensiones coloidales en lugar de disoluciones.

2. ¿Qué explicación darías a estas variaciones?

Se deben al fenómeno que se conoce como desplazamiento de máximos de absorción en el espectro: al añadir NH3 al medio, se forman complejos de los metales de transición Cu y Ni; debido a las fuerzas electrostáticas que aparecen por la presencia de ligandos, se forman de orbitales d por los que transitan los electrones. Puesto que las transacciones electrónicas varían, la radiación UV-Vis que absorben también lo hacen, lo que provoca el cambio de color del medio.

3. ¿Qué relación existe entre los colores observados y los espectros deabsorción registrados? ¿Cómo se denomina el desplazamiento de los máximos de absorción que se registra con el espectrómetro?

Se observa en los espectros que el máximo de absorción se encuentra ahora en valores de longitud de onda () menores, lo cual provoca el cambio de color, que se torna más oscuro, en general.

PRÁCTICA 5:

“DETERMINACIÓN DE SULFATOS EN AGUAS”

PRÁCTICA 5: “Determinación de sulfatos en aguas”

ððρðððδððððððð ððððρðððððððð

Para comenzar, hemos preparado las disoluciones requeridas:

  • Se han preparado 100 ml de BaCl2 0.5M a partir de BaCl2 sólido puro, para lo cual hemos disuelto, en un vaso de precipitados con agua destilada,12.21 g de BaCl2 pesados sobre un vidrio de reloj en la balanza analítica, y posteriormente completado los 100 ml por adición de agua en un matraz de ese aforo.

C = 0.5 M ! Necesitamos 0.05 moles de BaCl2 para 100 ml de disolución

0.05 " MBaCl2 = 12.21 gBaCl2, donde MBaCl2 = 244.28g/mol

  • También hemos preparado 100 ml de disolución de H2SO4 0.1M a partir de H2SO4 del 98%, vertiendo en un matraz aforado (con una cierta cantidad de agua destilada en su interior) 0.54 ml de éste último con una pipeta de 1 ml, y enrasando hasta 100 ml con agua destilada, ya que:

c = 0.1M ! Necesitamos 0.01 moles de H2SO4 para 100 ml de disolución.

0.01" MH2SO4 " (100/98) = 1 gH2SO4COMERCIAL,

donde MH2SO4 = 98 g/mol y el término (100/98) corresponde a la riqueza del ácido sulfúrico comercial. Por último, dividiendo entre la densidad del mismo (H2SO4 = 1.84 g/l) :

1 gH2SO4COMERCIAL/ = 0.54 mlH2SO4COMERCIAL

A partir de esta disolución hemos preparado 100 ml de H2O4 0.01M, vertiendo en un matraz aforado 10 ml de la disolución de H2O4 0.1M tomados con una pipeta de 10 ml, y enrasando a 100 ml por adición de H2O.

Una vez conseguidas ambas disoluciones, hemos provocado la precipitación de los iones sulfato (SO42-) haciendo reaccionar, en un matraz aforado de 100 ml, 40 ml de la disolución de H2SO4 0.01 M con el BaCl2 0.5 M necesario para enrasar.

La suspensión de BaSO4 formada se ha repartido en tubos de ensayo numerados del 1 al 8, a razón de 0, 0.5, 1, 1.5, 2, 3, 4 y 5 ml respectivamente, a los que se ha añadido la cantidad correspondiente de agua desionizada para tener en cada tubo un volumen total de 6 ml.

El contenido de cada uno de estos tubos se llevó al colorímetro para conocer su turbidancia a la longitud de onda  = 650 nm, empleando como blanco agua desionizada. Los resultados se encuentran contenidos en la siguiente tabla:

Concentración (mlSO42-/6mldisol)

0.5

1

1.5

2

3

4

5

Concentración (gSO42-/ldisol)

153.3

306.7

460

613.3

920

1226.7

1533.3

Turbidancia

0.216

0.448

0.503

0.624

0.842

0.986

1.163

Donde, para hallar la concentración de sulfatos en g/l se ha realizado la operación:

X (mlSO42-/6mldisol)"  "(1000ml/l),  = 1.84 g/mlSO42-

También se midió la turbidancia de la muestra problema, diluyendo 2 ml de la misma con la disolución de BaCl2 hasta 6ml. Se obtuvo un valor de 0.230. Con estos datos, empleando el ajuste por mínimos cuadrados, se construye la recta de calibrado que aparece en la página 50.

Recta calibrado

Como se puede apreciar, la ecuación de la recta es:

A = 0.0009 " c

Por tanto, para hallar la concentración de la muestra problema sustituimos:

A = 0.230 ! c = 0.230/0.0009 = 255.556 gSO42-/ldisol " 255556 mg/l

PRÁCTICA 6:

“APLICACIÓN DE LA CROMATOGRAFÍA DE GASES AL ANÁLISIS CUALITATIVO Y CUANTITATIVO DE UNA MEZCLA DE COMPUESTOS ORGÁNICOS”

PRÁCTICA 6: “Aplicación de la Cromatografía de gases al análisis de una mezcla de compuestos orgánicos”

ððρðððδððððððð ððððρðððððððð

Para comenzar hemos obtenido el cromatograma correspondiente a la muestra problema inyectando 1l de la misma a dos temperaturas diferentes: 60°C y 70°C, seleccionando como temperatura de detección 250°C. Los cromatogramas aparecen en las páginas 54 y 56. Como se puede apreciar, la resolución es óptima en ambos casos, permitiendo una correcta distinción de los picos cromatográficos; como el tiempo de retención en la columna es menor en el caso de la temperatura más alta, hemos elegido ésta (70°C) para continuar la experimentación.

Seguidamente hemos preparado los viales que se indican:

  • (1) Metanol puro, tomado con una pipeta Pasteur.

  • (2) 1ml de metanol tomado con una pipeta de 1 ml y 15 gotas de la disolución madre de fenol facilitada (15 g/l en metanol) tomadas con una pipeta Pasteur.

  • (3) 1 ml de metanol tomado con una pipeta de 1 ml y 1 gota de tolueno, añadida con una pipeta Pasteur.

  • (4) 2 ml de metanol tomados con una pipeta de 2 ml y 1 gota de ciclohexano, añadida con una pipeta Pasteur.

  • (5) 2 gotas de la mezcla problema y 2 gotas de vial (3), tomadas con pipetas Pasteur.

Cromatograma problema a 60º

Datos a 60º

Cromatograma problema a 70º

Datos a 70º

A continuación se ha introducido 1 l de cada vial en el cromatógrafo de gases, lo cual permitirá identificar los componentes presentes en la muestra problema. Los cromatogramas obtenidos se muestran en las páginas siguientes:

  • Vial (1) en la página 59. Aparece un pico que se encontraba en el cromatograma de la muestra problema, por lo que ésta contendrá metanol (v. Apartado “interpretación de resultados y cálculos”).

  • Vial (2) en la página 61. Como vemos, aparecen dos de los picos del cromatograma de la muestra problema, por lo que esta contendrá tanto metanol como fenol.

  • Vial (3) en la página 63. Aparecen de nuevo dos picos pertenecientes al cromatograma de la muestra problema, por lo que ésta contendrá también tolueno. (NOTA: este vial se tuvo que repetir -y, por tanto, también el nº 5- empleando nuevos reactivos, ya que, probablemente, los utilizados en primera instancia se encontraban contaminados, al no producir los reultados esperados).

  • Vial (4) en la página 65. En él existen dos picos que se encontraban en el cromatograma de la muestra problema, por lo que ésta contendrá ciclohexano.

  • Vial (5) en la página 67. Vemos que, al aumentar la concentración de tolueno, aumenta el área del 3er pico del cromatograma de la muestra, lo cual demuestra la relación entre dicho pico y el componente tolueno.

A continuación hemos intentado cuantificar el tolueno presente en una nueva muestra problema, para lo que hemos realizado una recta de calibrado a partir de las siguientes disoluciones patrón:

  • A 1 ml de disolución madre de tolueno, tomado con una pipeta de 1 ml, se le añaden 5 ml de disolución madre de ciclohexano, tomados con una pipeta de 5 ml, y el conjunto se enrasa en matraz aforado de 25 ml por adición de metanol.

  • El mismo procedimiento, pero empleando 2 ml de tolueno en lugar de 1 ml, añadidos con una pipeta de 2 ml.

  • Igual pero empleando 5 ml de tolueno, tomados con una pipeta de 5 ml.

  • Por último, tomando 10 ml de tolueno con una pipeta de 10 ml y siguiendo el mismo modelo.

La muestra problema fue preparada por el otro grupo de analistas, colocando una cantidad hasta ahora desconocida de tolueno en un matraz aforado de 25 ml, a la que se añadieron 5 ml de disolución madre de ciclohexano, enrasando hasta el aforo por adición de metanol.

El siguiente paso consisitió en obtener los cromatogramas de los patrones y la muestra, para lo que inyectamos 1 l de cada disolución en el cromatógrafo; los resultados se encuentran en las siguientes páginas.

Cromatograma 1 ml

Datos 1 ml

Crom 2 ml

Datos 2 ml

crom

ðððððρðρððððððð δð ρðσððððδðσ ð ðððððððσð

3.1.(a) Anotar los tiempos de retención para cada uno de los picos cromatográficos separados cuando la temperatura de la columna es 60°C.

tr1 = 1.11 min tr2 = 1.876 min tr3 = 3.292 min tr4=15.653 min

3.1.(b) Anotar los tiempos de retención para cada uno de los picos cromatográficos separados cuando la temperatura de la columna es 70°C.

tr1 = 1.08 min tr2 = 1.699 min tr3 = 2.669 min tr4=10.103 min

3.1.(c) ¿Qué ocurre con los tiempos de retención cuando la temperatura pasa de 60°C a 70°C? ¿Qué ocurre con los anchos de los picos?

Tanto los tiempos de retención (tr) como la anchura de los picos (W) disminuyen al aumentar la temperatura.

3.1.(d) ¿Cuál de las dos temperaturas consideras que es más adecuada para realizar la separación? ¿Por qué?

En nuestro caso hemos elegido la temperatura más alta, 70°C, ya que la resolución de los picos es óptima, permitiendo su distinción, y los tiempos de retención disminuyen respecto a temperaturas menores, los cual hace que completemos el análisis en un periodo más corto, con el consiguiente ahorro de energía, fase móvil y tiempo.

3.2.(a) Buscar los puntos de ebullición de cada uno de los componentes de la mezcla problema y del disolvente. Basándote en ellos, propón el orden de elución de dichos compuestos, teniendo en cuenta que la columna cromatográfica es apolar.

3.2.(b) A partir de los tiempos de retención obtenidos para los picos del metanol, tolueno, fenol y ciclohexano, identifica dichos compuestos en el cromatograma de la mezcla problema.

El vial (1), compuesto únicamente por metanol, da lugar a un pico cromatográfico con tiempo de retención:

tr = 1.020 min

Puesto que en la muestra encontrábamos un pico a un tiempo muy similar (tr = 1.080 min), podemos asegurar que ésta contiene metanol, concretamente representado por el primer pico cromatográfico.

El vial (2), compuesto por metanol y fenol, da lugar a dos picos cromatográficos:

  • Uno a tr = 1.067 min, que corresponde al metanol.

  • El segundo a tr = 10.359 min; puesto que en la muestra encontrábamos un pico a un tiempo muy similar (tr = 10.103 min), podemos asegurar que ésta contiene fenol, concretamente representado por el cuarto pico cromatográfico.

El vial (3), compuesto por metanol y tolueno, da lugar a dos picos cromatográficos:

  • Uno a tr = 1.057 min, que corresponde al metanol.

  • El segundo a tr = 2.687 min; puesto que en la muestra encontrábamos un pico a un tiempo muy similar (tr = 2.669 min), podemos asegurar que ésta contiene tolueno, concretamente representado por el tercer pico cromatográfico.

El vial (4), compuesto por metanol y ciclohexano, da lugar a dos picos cromatográficos:

  • Uno a tr = 1.155 min, que corresponde al metanol.

  • El segundo a tr = 1.813 min; puesto que en la muestra encontrábamos un pico a un tiempo muy similar (tr = 1.699 min), podemos asegurar que ésta contiene ciclohexano, concretamente representado por el segundo pico cromatográfico.

3.2.(c) ¿Qué ocurre con la áreas de los picos cuando se inyecta la mezcla de la muestra problema con vial (5), en comparación de las áreas de los picos de la mezcla problema? ¿Qué indica esto?

Las áreas de los picos 1º y 3º aumentan con respecto a las de los otros dos, lo cual se debe a que, al añadir una mezcla de tolueno y metanol a la muestra, aumenta la concentración de ambos componentes en la misma y, con ella, el área de los picos que les representan.

Esto indica que hemos acertado al designar al metanol por el pico nº 1 y al tolueno por el 3º, ya que se comprueba que , al aumentar la concentración de estos componentes, esto repercute en el tamaño de sus picos cromatográficos característicos.

3.3.(a) Calcula la relación de áreas para el tolueno y el estándar interno (ciclohexano) para cada una de las disoluciones patrón de tolueno.

La relación entre áreas se halla dividiendo las medidas proporcionadas por el cromatograma de cada disolución patrón, datos que se encuentran en las páginas 71, 73, 75 y 77.

Concentración (% v)

4

8

20

40

Atolueno/Aciclohexano

0.2509

0.54389

1.2968

2.5363

3.3.(b) Representa la relación de áreas frente a la concentración de tolueno en cada una de las disoluciones patrón, obteniendo la ecuación de la curva de calibrado por el método de mínimos cuadrados.

La recta se encuentra representada en la página 84. La ecuación que se obtiene es:

Atolueno/Aciclohexano = 0.0631 " c + 0.0219

3.3(c) A partir de la relación de áreas calculada para la muestra problema preparada por el otro grupo de prácticas, calcula la concentración de tolueno en la misma.

La relación de áreas entre tolueno y ciclohexano para la muestra problema es:

Atolueno/Aciclohexano = 0.77561

Luego, sustituyendo, podemos calcular la concentración de tolueno de la muestra:

0.77561 = 0.0631 " c + 0.0219 ! c = 11.95 % ! 3 mltolueno/25 mldisol

Recta

PRÁCTICA 7:

“DETERMINACIÓN DEL ÍNDICE DE SAPONIFICACIÓN EN ACEITE DE OLIVA”

PRÁCTICA 7: “Determinación del índice

de saponificación en aceite de oliva”

ððρðððδððððððð ððððρðððððððð ððððρððððð ððð ððδðððδðρð

En primer lugar hemos preparado las disoluciones requeridas:

  • 250 ml de KOH 0.5N en etanol a partir de KOH sólido, diluyendo, en una porción de agua destilada, 6.99 g de KOH, pesados sobre un vidrio de reloj en la balanza analítica, y completando los 250 ml por adición de etanol en un matraz aforado hasta el enrase, ya que:

c = 0.5 N ! Necesitamos 0.125 moles para preparar 250 ml de disolución;

0.125 " MKOH = 6.99 gKOH, donde MKOH = 56 g/mol

  • 2 g de hidrogenoftalato potásico (KHP), pesado sobre vidrio de reloj en la balanza analítica, en 100 ml de agua destilada. La concentración de esta disolución es:

2 gKHP / MKHP " 0.1 l = 0.09793 M " 0.1 M, donde MKHP = 204.22 g/mol

  • 250 ml de HCl 0.5 N a partir de HCl del 35%, vertiendo en un matraz aforado (con una cierta cantidad de agua destilada en su interior) 10.95 ml de éste último con una probeta de 100 ml, y enrasando hasta 250 ml con agua destilada, ya que:

c = 0.5 N ! Necesitamos 0.125 moles de HCl para 250 ml de disolución.

0.5 " MHCl " (100/35) = 4.5625 gHClCOMERCIAL,

donde MHCl = 36.5 g/mol y el término (100/35) corresponde a la riqueza del ácido clorhídrico comercial. Por último, dividiendo entre la densidad del mismo (HCl = 1.19 g/l) :

4.5625 gHClCOMERCIAL/ = 10.95 mlHClCOMERCIAL

En segundo lugar, valoramos la disolución de KOH con la de KHP, para lo que colocamos parte de la primera en una bureta, y la mitad (50 ml) de la disolución de hidrógenoftalato en un matraz Erlenmeyer con unas gotas de fenolftaleína. Se realiza la valoración por dos veces, obteniendo:

VKOH-1 = 11.8 ml VKOH-2 = 12 ml

Con lo que el valor promedio es de 11.9 ml, por lo que:

V " N = V´ " N´ ! 50 " 0.1 = 11.9 " NKOH ! NKOH = 0.4115 N = MKOH

Con esta disolución de KOH de concentración conocida, valoramos el HCl preparado; vloramos 20 ml de la misma con fenolftaleína como indicador, gastando:

VKOH-1 = 17.5 ml VKOH-2 = 17.7 ml

El volumen medio de KOH gastado es de 17.6 ml.

V " N = V´ " N´ ! 17.6 " 0.4115 = 20 " NHCl ! NHCl = 0.362 N = MHCl

Como se puede apreciar, la concentración de HCl es muy baja, quizá debido a algún error de medida a la hora de preparar la disolución.

A continuación hemos pesado en un matraz redondo y con balanza analítica 2.01 g de aceite de oliva, a los que hemos añadido 25 ml de la disolución de KOH en etanol, medidos exactamente con bureta. En otro matraz redondo hemos colocado 25 ml de la disolución de KOH. Hemos calentado ambos matraces suavemente durante 30 minutos, empleando sendas mantas calefactoras y refrigerantes.

Una vez que los matraces se encontraron de nuevo a temperatura ambiente, hemos valorado el contenido de ambos matraces con el HCl preparado y fenoltaleína como indicador. Los resultados son:

VHCl-1 = 22.8 ml VHCl-2 = 24.5 ml,

donde VHCl-1 corresponde al matraz que contenía aceite y VHCl-2 al que contiene solamente KOH en etanol. Luego parte del KOH del primer matraz se consumió en la reacción de saponificación. Para conocer qué cantidad se transformó:

26.5 - 20.8 = 5.7 ml HCl ! 5.7 " 0.362 = 0.4115 " VKOH ! VKOH = 5.014 ml

5.014 " (0.4115/1000) " MKOH = 0.1156 gKOH = 115.56 mgKOH por 2g de aceite

I.S. = 57.78 mg/g

Un valor excesivamente bajo.

ððρðððδððððððð ððððρðððððððð ððððρððððð ðððððððððððρðððð

Repetimos el proceso anterior hasta el enfriamiento de los matraces. En este caso, la valoración se realizó en un equipo de valoración potenciométrica con electrodo combinado de vidrio/plata-cloruro de plata. Hemos rellenado la botella del valorador potenciométrico con la disolución de HCl preparada, y lavado en varias ocasiones el pistón.

Sin embargo, a la hora de cargar el pistón para comenzar la valoración del blanco, hemos observado un defecto en el instrumento, ya que los capilares se han llenado de aire, probablemente fruto de un orificio en alguno de ellos. Por tanto, la valoración no se ha resuelto con éxito, ya que parte del disolvente que, según el instrumento, se ha empleado para valorar el KOH, era en realidad aire introducido en los conductos. No podemos, pues, dar fe de que los resultados sean correctos (de hecho son imposibles).

La curva de valoración proporcionada por el instrumento para el blanco se encuentra en la página 89. El volumen de HCl empleado, según el equipo, es de 29.577 ml.

Por último, introducimos el cátodo en el Erlenmeyer que contiene aceite y KOH, y solicitamos la función “Índice de saponificación”. El valor que obtenemos es:

I.S. = 392.1 mg/g

Muy elevado, precisamente debido al problema mencionado.

ðððððρðρððððððð δð ρðσððððδðσ ð ðððσðððððσð

1. A partir del volumen de HCl consumido en la valoración de la muestra de aceite y del blanco, determinar el índice de saponificación de dicho aceite. Comparar los resultados obtenidos por ambos métodos.

Los volúmenes empleados en las valoraciones son:

VHCl-1 = 22.8 ml VHCl-2 = 24.5 ml,

donde VHCl-1 corresponde al matraz que contenía aceite y KOH y VHCl-2 al que contiene solamente KOH en etanol. Luego parte del KOH del primer matraz se consumió en la reacción de saponificación. Para conocer qué cantidad se transformó:

26.5 - 20.8 = 5.7 ml HCl ! 5.7 " 0.362 = 0.4115 " VKOH ! VKOH = 5.014 ml

5.014 " (0.4115/1000) " MKOH = 0.1156 gKOH = 115.56 mgKOH por 2g de aceite

I.S. = 57.78 mg/g

Un valor excesivamente bajo.

2. Comprueba si el valor obtenido se encuentra dentro del rango marcado por la legislación para ese tipo de aceite.

Desde luego, no lo está. El I.S. de un aceite de oliva suele encontrarse entre 174 y 186, muy lejos de los valores que hemos obtenido.

3. ¿Qué tipo de compuestos son los triglicéridos? Escribe la reacción de saponificación ajustada de un triglicérido. ¿Cuántos miligramos de KOH se consumen por mol de triestearato de glicerol?

Los triglicéridos son éteres derivados de la glicerina, que se forman por la reacción de ésta con ácidos grasos. La saponificación es la reacción:

Por cada mol de triestearato se consumen 3 moles de KOH, luego 168 g de KOH, luego 168000 mg.

92

1 2 3 4 5

2 cm

  • Disolución de eucaliptol.

  • Disolución de timol.

  • Disolución de linalol.

  • Mezcla problema.

  • Disolución de esencia de romero.

  • Análisis químico

    b = 1 cm

    Radiación UV-V

    Análisis químico

    1

    2

    3

    4

    5

    10 ml de CuCl2 0.05 M

    1 gota NH3(ac)

    2 gotas NH3 (ac)

    4 gotas NH3(ac)

    15 gotas NH3(ac)

    10 ml de NiNO3 0.08 M

    1 gota NH3(ac)

    2 gotas NH3 (ac)

    10 gotas NH3 (ac)

    25 gotas NH3 (ac)

    4

    1

    3

    2

    5