BACTERIAS AEROBIAS.

Fundamento:

Calcular si hay o no presencia de bacterias aerobias en un agua problema.

Material:

• placas de petri.

• Tubos

• Agua destilada.

• Estufa.

• Matraz erlenmeyer.

• Espátula.

• Placa calefactora.

• Mosca

Técnica:

Pesamos 2.8 g de Agar nutritivo (m.c.) en un matraz erlenmeyer. Después se le añaden 100 ml de agua destilada y se pone en una placa calefactora con una mosca en su interior. Cuando comienza a hervir se aparta y reparte en 6 tubos.

Después se autoclava 15 min. a 121º C.

A las 24 horas y despues de haber diluido el agar se vierten 15 ml en una placa petri a la que se le añade despues 1 ml de agua problema. En otra placa se hace lo mismo pero se le añade 0.1 ml del agua problema. En total son 6 placas.

La primera placa se introduce a la estuga a 22º durante 72 horas. Y la segunda placa a 37º durante 48 horas.

Resultado:

Solamente salió 1 colonia en una de las placas (la de 0.1 ml).

Por lo tanto en 1ml!10 colonias que es lo permitido. También puede se que esa colonia sea del ambiente porque en las 5 placas sobrantes no ha salido nada.

RECONOCIMIENTO DE LAS BACTERIAS DEL YOGHOURT.

Fundamento:

La lactgosa del yoghourt se transforma en ácido láctico y las proteinas sufren un comienzo de peptonización que mejora su digestibilidad. La fermentación se produce por dos bacterias: lactobacillus bulgaricus y Streptococos Termophilus.

Queremos ver al microscopio estas dos bacterias.

Material:

• Yoghourt.

• Microscopio.

• Portaobjetos.

• Asa de siembra

• Cristalizador.

• Asa de tinción.

• Mechero del alcohol.

• Azul de metileno Loeffler.

• Aceite de inmersión.

Técnica:

1/ se destapa el yoghourt y se incuba en una estufa a 37º durante 24 horas.

2/ con el asa de siembra se toma una pequeña porción y se disuelve con una gota de agua sobre el portaobjetos.

3/se seca a lka llama del mecher.

4/ se tiñe con una gota de azul de metileno y se lava con agua.

5/ se observa al microscopio con aceite de inmersión.

Resultado:

Se observaron: Streptococus y bacilos.

En el Yoghourt Bio se veían en mayor cantidad.

TINCIÓN.

Fundamento:

Realizar una tinción diferencias y observar los microorganismos existentes en la muestra.

Material:

- Frasco lavador.

- Cristalizador.

- Portaobjetos.

- Pinzas.

- Asa de siembra.

- Paralelas.

- Mechero.

- Microscopio.

Técnica:

Se prepara el material.

Flameado del asa de siembra para su desinfección y entonces se toma la m8uestra para extenderla por el portaobjetos colocado en las paralelas.

Entonces se echa cristal violeta durante 2 min. Y lavamos. A continuación se echa lugol que favorece la penetración del colorante durante 1 min. y lavamos con agua destilada.

Después echamos el decolorante durante 30 seg. Utilizamos acetona al 50%. Añadimos Safranina durante 1 min. para contrastar con el colorante. Por último, lavado y secado.

Observación:

Bacterias Gram +!violeta

Bacterias Gram -! rosa y rojo.

Tambien hemos visto bacilos aislados. Cocos en cadena y agrupados.

ESTUDIO DE LOS MICROORGANISMOS DE UNA INFUSIÓN.

Fundamento:

Esta técnica sirve para observar la movilidad y las características morfológicas de los microorganismos de la infusión.

Material:

- Cuentagotas.

- Porta.

- Cubre.

- Microscopio.

- Infusión.

- Azul de metileno diluido para la tinción.

Técnica:

Depositamos en un recipiente con agua , hojas y ramas secas y las dejamos a una temperatura de 20º. Conviene añadir fango y hojas de un charco para aumentar la cantidad de materia orgánica.

Animales más frecuentes: Rizópodos ciliados y flagelados. Además pueden aparecer crustáceos, rotíferos, tubifex, larvas de insectos, etc.

Con un cuenta gotas se toma el agua de diferentes niveles y se deposita cada gota en un porta limpio y se coloca con cuidado un cubre y se observa al microscopio con objetivos secos.

Despues por los lados del cubre se pone el azul de metileno que va tiñendo las diferentes estructuras y organismos.

Observación:

Después de mirar por el microscopio observamos:

- Nyctotherus.

- Colydiun.

- Paramecium! se mueve rápidamente.

- Phacos.

- Euglema! se mueve rápidamente.

TÉCNICA DE SIEMBRA, DE AISLAMIENTO.

Fundamento:

La observación macroscópica de cultivos en medio líquido y sólido y con diferentes técnicas (de aislamiento y de siembra).

Material para la preparación del agar nutritivo:

- Placa calefactora. - Agar nutritivo.

- Agitador mecánico. - Balanza para pesa.

- Espátulas. - Guante.

- Algodón graso. - Papel de filtro.

- Probeta. - Gradilla.

- Agua destilada. - Embudo pequeño.

- Matraz aforado.

Técnica:

Pesamos en el matraz el Agar nutritivo y le añadimos 100 ml de agua destilada. Entonces introducir una mosca en su interior y poner el matraz encima de la placa calefactora. Cuando comienza a hervir quitamos el matraz y lo colocamos encima del papel. Después lo distribuimos en 10 tubos tapándolos posteriormente con algodón graso.

Después se lleva al autoclave durante 15 min. 121º.

Técnicas de siembra:

Material:

- Gradilla - Pipeta!para el medio líquido.

- Mechero. - Prepipeta.

- Papel de filtro. - Tubo para dejar la pipeta.

- Hilo de siembra! para medio sólido por picadura.

- Asa de siembra! para medio sólido por superficie.

Método de siembra de medio líquido:

Se extrae la muestra de Jamón York ya preparado 1 ml con una pipeta que después hemos vaciado en el tubo con caldo nutritivo.

Despues tapamos el tubo con algodón graso. Se trabaja continuamente con el mechero encendido.

Método de siembra en medio sólido:

* Por picadura.

Flameamos el hilo de siembra, tomamos un colonia de la muestra y lo introducimos dentro del tubo que nosotros preparamos con agar nutritivo inclinado y picamos hasta casi el fondo.

* De superficie.

Hacemos lo mismo que en picadura pero extendiendo la colonia en forma de zig-zag con el asa de siembra.

Despues lo introducimos en la estufa de cultivo para invubarlo a 37º durate 24-48 horas.

Observación:

En el medio líquico observamos una gran turbidez y sedimentos en el fondo. Se vé una capa blanca en el borde del líquido (velo superficial).

En medio sólido:

Tipo de crecimiento! en masa.

Tamaño! > 3mm

Consistencia! normal.

Tipo de perfil! plano.

Borde! irregular y lobuladas.

Brillo! opacas.

Tipo de colonia! irregular.

También han aparecido colonias de color amarillo.

Tamaño! 1-3 mm

Perfil! convexo.

Borde! regular

Brillo! fuerte.

Crecimiento! en colonias.

Técnicas de aislamiento:

Fundamento:

Vamos a aislar dos placas una a partir de medio líquido y la otra a partir de medio sólido.

- Técnica a partir de medio líquido:

Agitamos el medio líquido hacia los lados. Flameamos la boca del tuvo e introducimos el asa de siembra también flameada. Extendemos el contenido del asa en la placa ya preparada con medio de cultivo en forma de estría escocesa. Después de aislar en la placa la dejamos boca abajo y la incubamos a 37º durante 24-48 horas.

- Técnica a partir de medio sólido.

Flameamos el asa, la introducimos en el tubo de cultivo y arrastramos las colonias. Estas colonias las arrastramos de nuevo con el asa en la placa. Después tocamos donde ante habíamos arrastrado y extendemos. El problema ha sido que se ha roto el Agar cuando estaba arrastrando las colonias. Se incuba a 37º durante 24 horas.

Observación de la placa a partir del medio líquido:

Si ha cambiado de color se debe a fermentación de la lactosa! cambio de pH! pasa a color amarillo.

Sin flameado! medio líquido.

Tipo de crecimiento! aislado.

Tipo de colonias! lobulada.

Tamaño!1-3 mm de diámetro.

Borde de las colonias! lobulada.

Perfil! convexo.

Color! verde-azuladas.

Brillo! opacas.

El problema ha sido que no he aprovachado bien la placa y no se van colonias muy aisladas.

Observación con flameado! medio sólido:

En esta placa ha cambiado todo el fondo de color, de rojo a amarillo oscuro. En esta placa el problema ha llegado por la falta de cultivo a la hora de arrastrar. Casi no se han aislado colonias, pero las pocas que se aprecian son:

Tipo de crecimiento! aislado. - Color! parduzco

Tipo de colonias! puntiformes. - Brillo! opaco.

Borde de colonia! ondulada.

Perfil! convexo.

CLOSTRIDIUM SULFITO REDUCTORES.

Fundamento:

Los bacilo Gram + son capaces de formar esporas que es lo que vamos a investigar. Actividad Sulfito reductora.

Material:

- SPS- agar.

- Tubos Nessler.

- Cazo para el baño maría.

- Placa calefactora.

- Pipetas.

Fundamento:

Preparamos el medio de cultivo y lo repartimos en los tubos y lo autoclavamos a 121º durante 15 minutos.

Debemos acondicionar el agua problema para eliminar las formas vegetativas. Colocamos los tubos en baño María a 80º durante 5 minutos.

Luego mezclamos el agua problema con el medio de cultivo, pipeteando de abajo a arriba para que no coja oxígeno. Se homogeiniza bien, se deja en la gradilla para que solidifique y después le colocamos la vaselina para incubarlo a 37ºC durante 24-48 horas.

La primera lectura se hace a las 24 horas porque es más fácil contarlas pues su separación es mayor.

15 ml de Agua dest + 1.8 de SPS - agar! M. Cultivo.

Vamos ha hacer diferentes diluciones de la muestra. Nosotros cogemos la muestra del embalse de la Charca Norte.

Dilución 1/2! 10 ml de agua P. + 10 ml de A. Destilada.

Dilución 1/5! 4 ml de Agua P. + 16 ml de A. Destilada.

Dilución 1/10!2 ml de Agua P. + 18 de A. Destilada.

Dilución 1/20!1 ml de Agua P. + 19 ml de A. Destilada.

Dilución 1/100!0.2 ml de Agua P. + 19.8 ml de A. Destilada.

Observación:

1/2! incontables.

1/5! 12 esporas de clostridium.

1/10! 3 esporas de clostridium.

1/20! ausencia de clostridium.

1/100! ausencia de clostridium.

En algunos sitios se parte el medio de cultivo debido al desprendimiento de gas y se vuelve líquido el fondo.

1/5! 60 esporas en 20 ml.

1/10! 30 esporas en 20 ml.

Media aproximada es de: 45 esporas en 20 ml de agua problema.

STREPTOCOCOS FECALES.

Fundamento:

Investigar la fermentación de la glucosa. Para ver Streeptococos fecales.

Material:

Medio de cultivo! Slanetx an Bartley.

Pipetas.

Aparatos de filtración.

Matraces aforados.

Placas.

Filtros de membrana.

Placa calefactora.

Técnica:

Primero preparamos el medio de cultivo. Se agita hasta dilución y no se autoclava porque lleva una sustancia sensible a esa Tª.

Utilizamos el agua de la charca norte pues es la menos turbia. No diluimos porque así es más resistente.

Preparamos un matraz con 108 ml de agua destilada y 12 ml de agua problema. De ahí cogemos 12 ml y lo pasamos a otro matraz con 108 ml de agua destilada así hasta cinco matraces.

Después de preparadas las diluciones pasamos ala filtración indicando en cada placa la dilución de la que se trata.

10-1! incontables.

10-2!incontables

10-3! incontables.

10-4! incontables.

PRUEBA DE LA CATALASA.

Catalasa+! burbujas.

Catalasa-! no burbujas! streptococos.

O sea no deben producir efervescencia.

TINCIÓN GRAM.

Asa de siembra, arrastras en la superficie y estiendes en una gota de agua. Ya seco pasas el porta por la llama y le pones colorantes.

Vamos ha hacer la catalasa.