Microbios y virus en medios de cultivo

Inoculación. Incubación. Tinción de Gram, azul de metileno, de Ziehl Neelsen. Calor. Radiacción. Agentes químicos. Antisépticos

  • Enviado por: Antonio
  • Idioma: castellano
  • País: España España
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MEDIOS DE CULTIVO

Los medios de transporte son medios diseñados especialmente para la transportación de muestras para cultivos, aseguran la viabilidad de los microorganismos desde el momento de la toma de la muestra hasta su siembra en el laboratorio.  El medio de Stuart modificado se usa para el transporte de gonococos, streptococos beta hemolíticos, haemophylus y otros microorganismos exigentes. La siembra debe efectuarse hasta las 36 horas siguientes a la obtención de la muestra.

El medio de Cary Blair se utiliza primordialmente en el transporte de coprocultivos, debido, a que la viabilidad de las especies de Shigella es superior que en otros medios de transporte.  Se ha obtenido desarrollo de Salmonellas y Shigellas hasta después de 45 días de estar en medio de Cary Blair.Y, se ha obtenido desarrollo de Vibrio cholerae después de 92 días en este medio.

El medio de transporte para anaerobios y microaerófilos se utiliza generalmente en casos de muestras de heridas y abscesos.

Para las tomas de las muestras se recomienda usar T' en T' (Torulin en Tubo) tórula en tubo con el medio de transporte indicado para cada caso.


INOCULACION DE LOS MEDIOS DE CULTIVO:

En microbiología se entiende por "siembra" la operación que consiste en depositar un gérmen asépticamente en un medio de cultivo.

Toda  siembra debe adaptarse a los siguientes principios generales:

1 . Practicarla en medios de cultivo favorables y  previamente esterilizados.

2.  Emplear instrumentos asépticos.

3.  No contaminar ni destruir el inóculo,

4.  Depositarla asépticamente en los medios elegidos.

5.  Esterilizar os instrumentos empleados antes y después de cada operación.

Los instrumentos corrientemente empleados en las siembras son los siguientes:

1 . El asa: Es un alambre de cromoníquel, tiene un diámetro de 0,3 a 1 mm. de diámetro y está sujeto a un mango de vidrio o de metal.  El hilo puede terminar recto (aguja), en anillo (asa) o aplastado (espátula).

2. Pipeta pasteur.

3. Tórula algodón.

Los medios de cultivo, como ya se ha dicho, pueden ser sólidos o líquidos, y estar contenidos en tubos, placas o frascos.

La técnica general de las siembras variará según el estado físico del material a sembrar y del medio de cultivo.


METODOS DE CULTIVO DE USO RUTINARIO:

Al inocular debe trabajarse siempre dentro del radio de un mechero Bunsen (30 cm.), o, en el ambiente dentro de una campana de flujo laminar, ya que, la corriente ascendente de aire que va por la llama, o la corriente de aire del flujo laminar arrastra el polvo y otras partículas con el aire hacia arriba, o hacia afuera; impidiendo la contaminación del medio de cultivo.

El asa o pipeta pasteur deben ser flameadas adecuadamente y enfriadas antes de tocar el inóculo, o el medio de cultivo.


Siembra en placas:

Con el asa ya esterilizada, se toma una gota de líquido o de una emulsión del producto patológico y se deposita en un costado del agar de una placa Petri, se estría a partir de ese punto pasando suavemente el asa en zig-zag por la superficie del agar sin rasparlo, rotar la placa en 1/3 y repetir el procedimiento 2 a 3 veces.  A menudo se reciben tórulas para cultivo y con ellas se practica la primera de las estrías, procediendo después a diseminar con el asa o pipeta en la forma descrita.


Siembra en tubos de agar tendido:

El cuello del tubo debe ser flameado antes y después de ser sembrado.  Con el asa previamente esterilizada a la llama, se toma una pequeña cantidad de la muestra y se lleva al fondo del tubo, luego se estría suavemente la superficie del medio en forma ondulante.

Antes de introducir el tubo a la estufa de cultivo, debe dejarse suelto el tapón de goma para evitar que los gases expulsen el tapón.

Siembra por picadura:

El inóculo es introducido con el asa recta o pipeta pasteur hasta el fondo del medio con un solo movimiento y teniendo cuidado en hacer el mismo trayecto de entrada que de salida.  Debe flamearse la boca del tubo antes y después de la siembra.  Antes de introducir el tubo a la estufa de cultivo debe soltarse el tapón de goma para evitar que los gases expulsen el tapón.


Siembra en superficie y picadura:

El inóculo es introducido con el asa recta o pipeta pasteur hasta el fondo del medio con un solo movimiento y teniendo cuidado en hacer el mismo trayecto de entrada que de salida, se retira hacia la superficie inclinada del agar haciendo suavemente una estría ondulada.  Debe flamearse la boca del tubo antes y después de la siembra.  Antes de introducir el tubo a la estufa de cultivo debe soltarse el tapón de goma para evitar que los gases expulsen el tapón.


Siembra en profundidad:

Al inocular un medio líquido como es el tioglocolato, el tubo se inclina y el material se extrae del asa por frotamiento contra la pared del tubo, cuando éste se endereza el material se encuentra bajo la superficie del medio.  Al inocular el medio líquido con tórula o con inóculo líquido se deposita este en el fondo del tubo.  Debe flamearse la boca del tubo antes y después de efectuada la siembra.  Antes de introducir el tubo a la estufa de cultivo debe soltarse el tapón de goma para evitar que los gases expulsen el tapón.

INCUBACION:

Los medios de cultivo pueden ser: inoculados en estufa a 35°C en aerobiosis, anaerobiosis o en atmósfera de C02.

Para aerobiosis se incuban las placas y tubos en estufa de cultivo a 35°C.

Para anaerobiosis se colocan las placas y tubos dentro de una jarra Anaerobia y luego ésta se coloca en estufa de cultivo a 35°C. con un sobre productor de atmosfera anaerobia.  Para incubar en atmósfera de C02 se colocan las placas y tubos dentro de la Jarra de C02 y ésta se coloca en la estufa de cultivo a 35°C con un sobre productor de atmosfera microaerofila.


EXAMEN MICROSCOPICO:

El examen de las muestras que se reciben puede hacerse al fresco (sin tinción) o después de su coloración.  Al manipular la muestra se debe tener el máximo de precauciones para evitar contaminaciones.

1 . Examen al fresco: Consiste en examinar la muestra, o cultivo, entre porta y cubreobjeto con el fin de observar movilidad o morfología sin exponerse a ver deformaciones causadas por la fijación.  Terminada la observación, debe colocarse la preparación dentro de un recipiente conteniendo una solución desinfectante (Solución antiséptica) o mezcla sulfocrómica.

2. Frotis Teñido: Tiene por objeto apreciar con exactitud la morfología y disposición del gérmen.  La tinción se hace sobre un frotis seco y fijo sobre el portaobjetos.

Preparación del frotis: antes de hacer cualquier tinción debe obtenerse un frotis adecuado del material en estudio.  De sus cualidades depende en gran parte el éxito de la tinción.  Limpiar el portaobjetos y pasarlo rápidamente por la llama de un mechero, dejarlo enfriar.  Colocar 1 gota de agua en el centro de la lámina. Con el asa, esterilizada a la llama previamente, tomar una porción pequeña de cultivo o material por examinar que se emulsiona en la gota de agua.  Se extiende suavemente en aproximadamente 1/3 del portaobjeto.  Esterilizar el asa después de usarla.  Secar el frotis pasándolo suavemente por la llama o en estufa a 35°C.

TINCION DE GRAM:


Gram, bacteriológo dinamarqués, descubrió en 1884, que algunos gérmenes (Gram positivos) contienen ciertos elementos químicos en gran cantidad , peptidoglicano, en su membrana dispuestos estructuralmente en forma muy diferente a la de  otros (Gram negativos) y forman con los colorantes derivados de la rosanilina (violeta de genciana, cristal violeta) más el yodo, un compuesto que resiste la acción de decolorantes (alcohol absoluto, alcohol acetona).  En consecuencia aplicando éste método de coloración diferencial los gérmenes que contienen esos elementos químicos quedan coloreados violeta y se denominan Gram positivos, aquellos que  los contienen en pequeña cantidad se decoloran y para observarlos es necesario teñirlos nuevamente, para este fin se utilizan colorantes como la fucsina y la safranina y se denominan Gram negativos.

Técnica de coloracion:

1.Cubrir el portaobjeto seco y fijo con solución de cristal violeta, esperar 1 a 2 minutos.  Lavar con agua de la llave.  Eliminar el agua sin secarlo.

2. Cubrir el portaobjeto con una solución de Lugol, esperar 1 a 2 minutos.  Lavar con agua de la llave.  Eliminar el agua sin secarlo.

3. Cubrir el portaobjeto con alcohol-acetona, agente decolorante, dejar transcurrir 5 segundos.  Lavar y eliminar el agua sin secar.

4. Cubrir el portaobjeto con la solución de safranina por 15 a 20 segundos, enjuagar con agua de la llave, secar con un papel absorbente sin restregar.

5. Examinar al microscopio con lente de inmersión.

Resultado: Los gérmenes teñidos de violeta se denominan Gram positivos y los de rojo Gram negativos.

TINCION AZUL DE METILENO

(LOEFFLER):

Para determinados fines pueden ser utilies las tinciones con azul de metileno de Loeffler

Se utilizan para observar morfologia, agrupacion, elementos celulares ,leucocitos, celulas epiteliales,etc

Tecnica:

1.-Cubrir el frotis con azul de metileno por 1 a 2 minutos.

2.-Lavar con agua corriente.

3.-Secar.

4.-Observar al microscopio.


TINCION DE ZIEHL- NEELSEN:

Se denominan gérmenes alcohol ácido-resistentes a un grupo de organismos que, una vez teñidos con solución colorante-mordientes, tienen la propiedad de resistir la decoloración por ácidos minerales (ácido sulfúrico o nítrico) y alcohol.

Este carácter de ácido alcohol resistencia se debe a las sustancias serosas y lipídícas que contiene la membrana de envoltura de éstos gérmenes y que varía en las diferentes especies.

Entre los gérmenes ácido-resistentes se encuentran especies saprofitas y patógenas.  Saprofitas son: por ejemplo M. phlei, M. Smegmatis, Representantes patógenos son el M. tuberculosis, M. leprae, M. kansaii.

Técnica:

1 . Cubrir la preparación fijada y seca con fucsina fenicada y calentar suave con un hisopo impregnado en alcohol hasta que la fucsina emita vapores sin que hierva, ésto se repite 3 veces en un tiempo máximo de 5 minutos.

2. Botar el colorante y lavar con agua corriente.

3. Decolorar con alcohol ácido las veces necesarias hasta que las partes más finas queden incoloras.

4. Lavar con agua corriente.

5. Cubrir la lámina con azul de metileno durante 30 segundos.

6. Lavar con agua corriente.

7. Secar suavemente a la llama o a temperatura ambiente.

INTERPRETACION:

Los bacilos ácido alcohol-resistentes se observan como bastoncitos rojos, largos  y algo encorvados en un fondo azul claro.

ELIMINACION DEL MATERIAL CONTAMINADO:

Es de gran importancia del problema de la existencia en el laboratorio de material contaminado, cuyo manejo exige precauciones, a fin de evitar la difusión de material infeccioso a través del laboratorio y sus alrededores y evitar la contaminacion cruzada de los medios, lo cual puede dar lugar a errores de importancia.

Muros, mesones, estantes situados en el lugar donde se trabaja deben ser lavados frecuentemente con un buen desinfectante Todo el material contaminado debe esterilizarse en autoclave antes de desecharse por la basura o preferentemente debe ser incinerado.

En caso de no disponer de autoclave, se recomienda:

a) Diluir un frasco de solución antiséptica  en 5 litros de agua, en esta solución sumergir las placas y los tubos abiertos por un período mínimo de 72 horas, desde la introducción en la solución del último material contaminado. Teniendo la precaución de cubrir totalmente el material con la solución antiséptica. Después del plazo indicado efectuar un control de esterilidad, sembrando 1 muestra de la solución en una placa de Agar Sangre.  Esta se incuba por un minimo de 36 a 48 horas.  Si el cultivo de control está negativo, elimine el 1íquido por el desagüe y las placas por la basura.

b) Colocar todo el material contaminado, en una caja de cartón de paredes gruesas forrada en papel de diario.  Asimismo el material contaminado a desechar debe envolverse en abundante papel de diario antes de colocarse dentro de la caja. Después de amarrar la caja firmemente éste se coloca en un horno a 160°C por un plazo mínimo de 1 hora.  Terminada la esterilización, y una vez fría introduce la caja sin abrir en una bolsa plástica gruesa la cual se sella y se elimina por la basura.

En ambos casos de esterilización, tanto en autoclave como en horno, deben

utilizarse   controles de esterilización para asegurar que el material sale

no contaminante.

MÉTODOS DE ESTERILIZACIÓN

Agentes Físicos

Calor Seco

Acción directa de la llama

Rojo incipiente

Incineración

Acción directa de la llama

Acción directa de los generadores de calor

Estufa de calor seco

Calor Húmedo

Acción del agua caliente

Baño María hirviente

Calentamiento repetido

Ebullición directa

Acción del vapor de agua

Autoclave

Radiaciones

Ionizantes

Ultravioletas

Calor

La efectividad del calor como método de esterilización depende de:

ð Temperatura

ð Tiempo de exposición

Todos los microorganismos son susceptibles, en distinto grado, a la acción del calor. El calor provoca desnaturalización de proteínas, fusión y desorganización de las membranas y/o procesos oxidativos irreversibles en los microorganismos.

Calor Húmedo:

El calor húmedo produce desnaturalización y coagulación de proteínas. Estos efectos se debe principalmente a dos razones:

  • El agua es una especie quimica muy reactiva y muchas estructuras biológicas (DNA, RNA, proteínas, etc) son producidas por reacciones que elimi0nan agua. Por lo tanto, reacciones inversas podrían dañar a la célula a causa de la producción de productos tóxicos. Además, las estructuras secundarias y terciarias de las proteínas se estabilizan mediante uniones puente de hidrógeno intramoleculares que pueden ser reemplazadas y rotos por el agua a altas temperaturas.

  • El vapor de agua posee un coeficiente de transferencia de calor mucho más elevado que el aire. Por lo que, los materiales húmedos conducen el calor mucho más rápidamente que los materiales secos debido a la energía liberada durante la condensación.

  • El Autoclave es el aparato más comúnmente utilizado en los laboratorios para esterilizar cultivos y soluciones que no formen emulsiones con el agua y que no se desnaturalicen a temperaturas mayores a 100°C. Una temperatura de 121°C (una atmósfera de sobrepresión) con un tiempo de exposición mayor a 15 minutos sirve para destruir organismos formadores de esporas.

    Tabla 1.
    Influencia de la descarga incompleta de aire en la temperatura del autoclave

    Presión
    (atm)

    Temperatura
    (°C)

    Descarga completa del aire

    Descarga de 2/3 del aire

    Descarga de 1/2 del aire

    Sin descarga del aire

    1/3

    109

    100

    90

    72

    2/3

    115

    109

    100

    90

    1

    121

    115

    109

    100

    4/3

    126

    121

    115

    109

    5/3

    130

    126

    121

    115

    2

    133

    130

    126

    121



    Ventajas del calor húmedo:

    ð Rápido calentamiento y penetración

    ð Destrucción de bacterias y esporas en corto tiempo

    ð No deja residuos tóxicos

    ð Hay un bajo deterioro del material expuesto

    ð Económico

    Desventajas:

    ð No permite esterilizar soluciones que formen emulsiones con el agua

    ð Es corrosivo sobre ciertos instrumentos metálicos

    Calor Seco:

    El calor seco produce desecación de la célula, efectos tóxicos por niveles elevados de electrolitos, procesos oxidativos y fusión de membranas. Estos efectos se deben a la transferencia de calor desde los materiales a los microorganismos que están en contacto con éstos. El aire es mal conductor del calor, y el aire caliente penetra más lentamente que el vapor de agua en materiales porosos. La acción destructiva del calor sobre proteínas y lípidos requiere mayor temperatura cuando el material está seco o la actividad de agua del medio es baja. Esto se debe a que las proteínas se estabilizan mediante uniones puente de hidrógeno intramoleculares que son más difíciles de romper por el calor seco.
    La Estufa de esterilización es el artefacto utilizado en los laboratorios para esterilizar por calor seco. Se requiere mayor temperatura y tiempo de exposición que el autoclave. La temperatura varía entre 120° y 180°C, requiriéndose distintos tiempos de exposición. A 140°C se necesitan por lo menos 5 horas de exposición, mientras que a 160°C se requieren al menos 2 horas de exposición.
    Sirve para esterilizar material de vidrio. El papel y el algodón no pueden ser esterilizados a más de 160°C.

    Ventajas del calor seco:

    • No es corrosivo para metales e instrumentos.

    • Permite la esterilización de sustancias en polvo y no acuosas, y de sustancias viscosas no volátiles.


    Desventajas:

    • Requiere mayor tiempo de esterilización, respecto al calor húmedo, debido a la baja penetración del calor.

    Incineración:
    Se utiliza para destruir material descartable contaminado.

    Acción directa de la llama:
    Se lleva al rojo el material de metal como hansas, lancetas, agujas de disección.

    RADIACIONES

    Su acción depende de:

    ð El tipo de radiación

    ð El tiempo de exposición

    ð La dosis

    Ionizantes:

    Producen iones y radicales libres que alteran las bases de los ácidos nucleicos, estructuras proteicas y lipídicas, y componentes esenciales para la viabilidad de los microorganismos.
    Tienen gran penetrabilidad y se las utiliza para esterilizar materiales termolábiles (termosensibles) como jeringas descartables, sondas, etc. Se utilizan a escala industrial por sus costos.
    No se utilizan para medios de cultivo o soluciones proteicas porque producen alteraciones de los componentes.

    Ultravioletas:

    Afectan a las moléculas de DNA de los microorganismos debido a que forman dímeros de pirimidinas adyacentes que inducen errores en la duplicación y por lo tanto la pérdida de la viabilidad de las células.
    Son escasamente penetrantes y se utilizan para superficies.

    AGENTES QUÍMICOS

    Introducción

    Dentro de los compuestos químicos podemos encontrar agentes esterilizantes, desinfectantes y antisépticos.
    La efectividad de estos agentes depende de las condiciones bajo las que actúan:

    Antisépticos

    Alcoholes

    Iodo

    Agentes catiónicos, aniónicos y anfóteros

    Organo Mercuriales

    Colorantes

    Desinfectantes y/o Esterilizantes

    Cloro y Compuestos clorados

    Aldehídos

    Oxido de Etileno

    Compuestos Fenólicos

    Acidos y Alcalis

  • Concentración: varía con el tipo de agente y de microorganismo, pues una misma concentración del agente puede producir un efecto diferente en distintos microorganismos.

  • Tiempo: los microorganismos no son susceptibles a un agente en la misma forma, por lo que no todos los microorganismos mueren al mismo tiempo.

  • pH: afecta tanto a los microorganismos como a los agentes químicos. El aumento de pH por encima de 7 incrementa la carga negativa de los microorganismos afectando la concentración del agente sobre la célula. El pH determina el grado de disociación y la efectividad del agente químico, pues a menor disociación mayor permeabilidad y mayor efectividad.

  • Antisépticos

    Alcoholes:

    Lesionan la membrana celular de los microorganismos y desnaturalizan proteínas celulares. Desorganizan la estructura fosfolipídica.
    No destruyen esporas y tienen una acción germicida lenta.
    Los alcoholes de cadena corta tienen un efecto nocivo mayor que los de cadena larga.
    Se utilizan en concentraciones del 50 al 70%.
    Los más utilizados son el etanol e isopropílico.

    Iodo:

    Es un agente oxidante que modifica grupos funcionales de proteínas y ácidos nucleicos. Inactiva proteínas y enzimas por oxidación de los grupos -SH a S-S, pudiendo atacar también grupos amino, indoles, etc.
    Se utiliza como desinfectante de la piel (tintura de iodo: yodo molecular 2% y yoduro de sodio 2% en alcohol), aunque es irritante.
    Es efectivo contra esporas en una concentración de 1600 ppm de iodo libre.

    Agentes iónicos y anfóteros:

    Son sustancias que lesionan la membrana celular debido a que desordenan la disposición de las proteínas y de los fosfolípidos, por lo que se liberan metabolitos desde la célula, se interfiere con el metabolismo energético y el transporte activo.
    No son esporicidas ni tubercolicidas aún en altas concentraciones.
    Su principales ventajas se hallan en que son inodoros, no tiñen, no son corrosivos de metales, estables, no tóxicos y baratos.

    Catiónicos: Sales de amonio cuaternarias. Tienen mayor actividad a pH alcalino y los Gram + son más susceptibles.
    Aniónicos: Jabones y ácidos grasos. Tienen mayor actividad a pH ácido y son eficaces contra Gram +.
    Anfóteros: Actúan como catiónicos o aniónicos según el pH.

    Organo Mercuriales:

    Estos tipos de compuestos se combinan con los grupos -SH de las proteínas, inactivando enzimas.
    Dentro de los mercuriales orgánicos se encuentran el metafen y el mertiolate.

    Peróxido de Hidrógeno:

    Es un antiséptico débil, con capacidad oxidante y formadora de radicales libres.
    Actualmente, el peróxido de hidrógeno gaseoso se está utilizando como desinfectante de superficies o descontaminante de gabinetes biológicos debido a que no posee las propiedades tóxicas y cancerigenas del óxido de etileno y formaldehído.

    Colorantes:

    Interfieren en la síntesis de acidos nucleicos y proteínas (acridina) o interfieren en la síntesis de la pared celular (derivados del trifenilmetano).
    La acridina se inserta entre dos bases sucesivas del DNA separándolas físicamente. Esto provoca errores en la duplicación del DNA.
    Los derivados del trifenilmetano (violeta de genciana, verde de malaquita y verde brillante) bloquean la conversión del ácido UDP-acetilmurámico en UDP-acetilmuramil-péptido.

    -R:
    HSO4-: Verde Brillante
    Cl-: Verde de Malaquita

    Desinfectantes y/o Esterilizantes

    Cloro:

    El cloro, los hipocloritos y las cloraminas son desinfectantes que actúan sobre proteínas y ácidos nucleicos de los microorganismos.
    Oxidan grupos -SH, y atacan grupos aminos, indoles y al hidroxifenol de la tirosina.
    El producto clorado más utilizado en desinfección es el hipoclorito de sodio (agua lavandina), que es activo sobre todas las bacterias, incluyendo esporas, y además es efectivo en un amplio rango de temperaturas.
    La actividad bactericida del hipoclorito de sodio se debe al ácido hipocloroso (HClO) y al Cl2 que se forman cuando el hipoclorito es diluido en agua. La actividad germicida del ion hipocloroso es muy reducida debido a que por su carga no puede penetrar fácilmente en la célula a través de la membrana citoplamática. En cambio, el ácido hipocloroso es neutro y penetra fácilmente en la célula, mientras que el Cl2 ingresa como gas.

    El hipoclorito de sodio se comercializa en soluciones concentradas (50-100 g/l de Cloro activo), a pH alcalino y en envases oscuros que favorecen su estabilidad, pero es inactivo como desinfectante. A causa de ésto, es que deben utilizarse soluciones diluidas en agua corriente (que tiene un pH ligeramente ácido), con el objeto de obtener ácido hipocloroso. Generalmente, se utilizan soluciones con una concentración del 0.1-0.5% de Cloro activo.
    Su actividad está influida por la presencia de materia orgánica, pues puede haber en el medio sustancias capaces de reaccionar con los compuestos clorados que disminuyan la concentración efectiva de éstos.

    Aldehídos:

    Son agentes alquilantes que actúan sobre proteínas, lo que provoca modificación irreversible de enzimas e inhibición de la actividad enzimática (Adición nucleofílica de grupos -NH2 y -SH).
    Se utilizan como desinfectantes y esterilizantes.
    Destruyen esporas.
    El glutaraldehído es el único esterilizante efectivo en frío.
    El formaldehído como gas se utiliza para descontaminar edificios, ambientes, etc. El formaldehído gaseoso se obtiene por calentamiento del paraformaldehído (OH (CH2O)n-H), lo que produce las despolimerización de este compuesto y la liberación de formaldehído.
    El formaldehído tiene la desventaja de ser muy irritante y perder actividad en ambientes refrigerados.

    Compuestos Fenólicos:

    Son desinfectantes que provocan lesiones en la membrana citoplasmática porque desordenan la disposición de las proteínas y fosfolípidos. Esto causa filtración de compuestos celulares, inactivación de enzimas y lisis.
    El fenol no es usado a menudo como desinfectante por su olor desagradable, por ser muy irritante y por el resido que queda luego de tratar las superficies.
    Los derivados del fenol más utilizados son el hexaclorofeno (compuesto difenílico) y los cresoles (alquil fenoles). Estos son muy efectivos a bajas concentraciones contra formas vegetativas de bacterias.
    No son efectivos contra esporas.

    Oxido de Etileno:

    Es un agente alquilante que se une a compuestos con hidrógenos lábiles como los que tienen grupos carboxilos, amino, sulfhidrilos, hidroxilos, etc.
    Es utilizado en la esterilización gaseosa, generalmente en la industria farmacéutica. Sirve para esterilizar material termosensibles como el descartable y plástico, equipos electrónicos, bombas cardiorrespiratorias, etc. Es muy peligroso por ser altamente inflamable y explosivo, y además cancerigeno.