Farmacología y Farmacia clínica

Ciencias químicas. Manejo de animales de laboratorio. Coeficiente de reparto de fármacos. Parámetros farmacocinéticos. PH urinario. Excrección de salicilatos. Agonistas y antagonistas. Dosis letal media

  • Enviado por: Neptali Méndez Velasco
  • Idioma: castellano
  • País: México México
  • 12 páginas
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“MANEJO DE ANIMALES”

INTRODUCCION: En los cursos de laboratorio de Farmacología, los experimentos que se realizan para el estudio de los efectos de los fármacos se llevan a cabo en animales de laboratorio, ya sea en el animal íntegro o en alguno de sus órganos, por lo que los experimentos pueden ser de tres tipos:

a)= IN VIVO, cuando se utiliza al animal íntegro, manteniéndolo vivo, para observar y registrar los efectos de los fármacos.

b)= IN SITU, cuando se utiliza alguno de los órganos o tejidos del animal, exponiéndolo por cirugía en el sitio anatómico correspondiente, para lo que se requiere que el animal esté anestesiado, desmedulado y/o descerebrado.

c)= IN VITRO, cuando se efectúa el experimento en una muestra de un órgano o tejido que fue extraído de un animal el cual fue previamente sacrificado, manteniendo dichos tejidos en condiciones de temperatura y nutrición similares a las fisiológicas.

Tomando en cuenta los distintos tipos de experimentación que pueden realizarse en la materia, es necesaria la manipulación de los animales de laboratorio para la administración de algún medicamento y la obtención y recopilación de resultados según los efectos farmacológicos manifestados en cada animal.

Por lo anterior, todos los individuos que estén en relación con la experimentación farmacológica, desde el estudiante hasta el investigador formado, deben ser capaces de manejar y presentar adecuadamente las diferentes especies de animales de uso común en el laboratorio, así como emplear los métodos menos crueles para sacrificarlos en caso necesario. El manejo adecuado nos facilitará la recolección de los datos en los animales antes, durante y después de la administración de los fármacos, por lo tanto, si el manejo de los animales no es el adecuado, esto condicionará respuestas anómalas o alteradas a los fármacos administrados. Por otro lado, el desconocimiento de las técnicas del manejo de animales ocasionará respuestas agresivas por parte de estos hacia el experimentador, de quien sienten temor o desconfianza, por lo que se recomienda no manipular a los animales más de lo necesario, aun cuando se empleen las técnicas adecuadas de manejo.

Básicamente el avance de los conocimientos científicos médico-farmacológicos dependen inicialmente de la experimentación en animales de laboratorio, por lo que se hace necesario el empleo de una gran variedad de ellos, considerando que dentro de las normas legales de la investigación farmacológica preclínica se establece que los nuevos fármacos deben someterse a la experimentación en por lo menos tres especies de animales, aunque el tipo de animal a utilizar dependerá de la rama o área de experimentación de que se trate.

En los experimentos farmacológicos dentro de nuestro laboratorio, las especies animales más utilizadas son los vertebrados que por su costo, su fácil y rápida reproducción, así como su tamaño proporcionan comodidad en su manejo; estas son: SAPO, RATON, RATA Y CONEJO.

OBJETIVOS:

a)= Conocer y aplicar las normas éticas para el manejo adecuado de los animales de laboratorio.

b)= Manejar, inmovilizar y presentar sin riesgo para el animal ni para el estudiante, las diferentes especies que se emplean en las prácticas de farmacología.

c)= Identificar y aplicar las distintas vías de administración de fármacos en animales de laboratorio.

d)= Comprender la trascendencia de efectuar experimentos en varias especies de animales, así como distinguir las más comúnmente utilizadas en el laboratorio.

e)= Identificar y aplicar los distintos métodos de marcado de animales, para su correcta y completa identificación.

f)= Conocer los métodos más adecuados para sacrificar, sin sufrimiento, a los animales que se emplean en las prácticas de laboratorio.

NORMAS ETICAS EN EL MANEJO DE ANIMALES: Debemos hacer hincapié en las obligaciones que se tienen con los animales de experimentación dentro del laboratorio, mismas que han sido postuladas por las sociedades protectoras de animales como normas éticas para su manejo adecuado.

- Tratarlos humanamente.

- Reducir al mínimo el dolor y la incomodidad.

- Evitar el sufrimiento innecesario.

- Manipularlos adecuadamente, firme pero con suavidad, para evitar desencadenar reacciones agresivas hacia el experimentador.

- Evitar su uso innecesario.

El matar o sacrificar humanamente a un animal, significa que no debe sufrir dolor, o el menor posible, lo que se consigue evitando brusquedades, así como utilizando el método de sacrificio más adecuado, el que pudiera ser con una sobredosis de anestésico o barbitúrico. Si el anestésico es inhalatorio se debe evitar colocar directamente el algodón en la nariz del animal. Otro método de sacrificio es la descerebración; en ratas y conejos se hace por golpe contundente en la nuca, en los ratones, tomando la cabeza del animal con una mano, la cola con la otra y estirar rápida y firmemente, y en el sapo, con un estilete adecuado.

MANEJO DE LOS ANIMALES:

CONEJOS: Tómelos por el dorso sujetando con toda la mano la piel; nunca los tome por las orejas ya que pueden dañarse nervios y vasos sanguíneos.

RATAS Y RATONES: Tome al animal por la cola, teniendo cuidado que no escale su propia cola y lo muerda; para presentarlo, se toma al animal por el dorso con el dedo pulgar y el índice, rodeando la cabeza sin oprimir el cuello. En el caso del ratón, tómelo restirando la piel que se encuentra por encima de la nuca, de tal forma que las extremidades anteriores del animal queden inmovilizadas, sin oprimir demasiado.

SAPO: Tome al animal firmemente con toda la mano, dejando expuesta la cabeza, ya que en este caso el animal deberá ser descerebrado y/o desmedulado, lo que se consigue doblando hacia abajo la cabeza, se introduce el estilete en el sitio localizado por detrás de las membranas timpánicas y a nivel de la línea media de la cabeza, haciendo un movimiento pendular se destruye el cerebro en el caso de descerebración, lo que se manifiesta con la pérdida del reflejo ocular; para la desmedulación se cambia la dirección del estilete y se dirige hacia abajo siguiendo la dirección del canal medular, la desmedulación se manifiesta con un estiramiento brusco de las extremidades inferiores, seguida de una relajación permanente.

VIAS DE ADMINISTRACION:

VIA ORAL: Por esta vía se administran soluciones y suspenciones por medio de una sonda de pequeño calibre ( Nelatón No. 8) que permite la introducción del fármaco a la cámara gástrica por el hocico del animal; se debe sumergir la sonda en agua para verificar que la sonda esté en estómago y no en pulmones, esto es, si

la sonda burbujea en agua indica que se encuentra en los pulmones. Esta técnica se aplica con el conejo, la rata y el ratón.

VIA INTRAVENOSA: En el conejo se elige la vena marginal de la oreja, en donde se inserta la aguja con el bisel hacia arriba. En ratas y ratones se puede utilizar la vena marginal de la cola.

VIA INTRAPERITONEAL: Tomando en cuenta la rápida absorción por esta vía y el fácil acceso a la misma, es una de las vías más utilizadas en el laboratorio. En el caso del conejo, se toma por el dorso, se vuelve hacia arriba presentando la región abdominal, se sujeta firmemente de las patas posteriores y se inyecta en la parte alta del cuadrante inferior izquierdo del área abdominal, insertando la aguja con una inclinación de 45 grados con respecto al plano corporal. En el ratón y la rata, se expone la región abdominal y se inyecta en el cuadrante inferior izquierdo; la aguja, de 27 X 6 mm, debe formar un ángulo de 10 grados con el plano corporal.

VIA INTRAMUSCULAR: En el caso de esta vía, se presenta el dorso del animal y el fármaco se deposita con una aguja de 27 X 13 mm en la parte posterior de los cuartos traseros.

VIA SUBCUTANEA: El fármaco es depositado por debajo de la piel del dorso con una aguja de 27 x 6 mm, levantando la piel con una mano e introduciendo la aguja con la otra.

MAXIMO VOLUMEN PERMITIDO DE SOLUCIONES DE FÁRMACO QUE PUEDEN SER ADMINISTRADOS

ANIMAL

I.V.

I.M.

I.P.

ORAL

RATON (20-30 g.)

0.5

0.05

1.0

1.0

RATA (100 g.)

1.0

0.1

2.0 - 5.0

5.0

COBAYO (250 g.)

1.0

0.25

2.0 - 5.0

10.0

CONEJO (2.5 Kg.)

5.0 - 10.0

0.5

10.0 - 20.0

20.0

PERRO (50 Kg.)

10.0 - 20.0

5.0

20.0 - 50.0

100.0

MARCADO DE ANIMALES: Durante las prácticas de farmacología, frecuentemente es necesario identificar individualmente a los animales de un grupo, o a los depositados en determinada jaula, o a los grupos pertenecientes a distintos experimentos, por lo que existen diversas formas de identificar individualmente a los animales; presentaremos aquí una de las técnicas más utilizadas de marcado de animales:

CARACTERISTICAS DE LOS ANIMALES DE LABORATORIO: Algunas de las características más importantes que deben conocerse de los animales de experimentación se encuentran en la siguiente tabla; el conocimiento de estas características será de gran utilidad para seleccionar el animal de laboratorio más adecuado para un experimento en particular.

CARACTERISTICAS

RATON

(Mus musculus)

RATA

(Rattus rattus)

CONEJO

(Orictolagus coniculus)

PERRO

(Canis familiaris)

Pubertad

35 días

40 - 60 días

4 meses

7 - 9 meses

Tiempo de crianza

Todo el año

Todo el año

Mayo - septiembre

Todo el año

Periodo de preñez

20 días

23 días

30 días

63 días

Crías por camada

4 - 12

6 - 8

5 - 6

1 - 18

Tiempo de vida

2 - 3 años

2 - 3 años

8 años

18 - 20 años

Desarrollo a adulto

6 meses

5 meses

6 meses

15 meses

tiempo de Lactancia

21 días

21 días

40 días

8 semanas

Camadas / año

4

7

4

2

Temp. Corporal

37.9 - 39.2 °C

37.7 - 38.8 °C

38.5 - 39.5 °C

37.5 - 39.0 °C

Frec. Respiratoria

136 - 216 / min.

100 - 150 / min.

50 - 60 / min.

15 - 28 / min.

Presión sanguínea

147 / 106

130 / 95

110 / 80

148 / 100

Volumen sanguíneo

7.5 %

7.5 %

5 %

7.2 - 9.5 %

“DETERMINACION DEL COEFICIENTE DE REPARTO DE UN FARMACO”

INTRODUCCION: El coeficiente de reparto se puede definir como la relación entre las concentraciones de dos fases: LIPIDICA y ACUOSA, en las cuales se disuelve un fármaco.

En general, cuanto mas alto es el coeficiente de reparto, mayor afinidad tienen los compuestos por las membranas lipídicas y así mismo mayor es la rapidez con la que un fármaco atraviesa la membrana celular y actúa en el interior de la célula.

El objeto de esta práctica será conocer la técnica utilizada para la determinación experimental del coeficiente de reparto de un fármaco.

MATERIAL Y REACTIVOS:

ACEITE DE OLIVA SUDAN III AZUL DE METILENO 2 BURETAS DE 50 ml. 2 PIPETAS DE 10 ml. 2 VASOS P.P. 50 ml.

TECNICA:

Tome una bureta y agregue 10 ml. de agua previamente coloreada con azul de metileno. A la segunda bureta agreguele 10 ml. de aceite de oliva coloreado con sudán III.

Cada equipo de trabajo ensayara con diferente sustancia: alcohol, éter, cloroformo, acetato de etilo o hexano; Adicione a las dos buretas 10 ml de la sustancia, mezcle y deje reposar 30 minutos.

Haga las lecturas correspondientes en los volúmenes de las soluciones y determine el coeficiente de reparto según lo expuesto, anotando los resultados en la tabla de resultados.

BURETAS

Lectura en agua

Lectura en aceite

Coeficiente de partición

Cloroformo

Eter

Alcohol

Acetato de etilo

Hexano

COEFICIENTE CANTIDAD DEL FARMACO DISUELTO EN ACEITE

DE = ----------------------------------------------------------------------------

PARTICION CANTIDAD DEL FARMACO DISUELTO EN AGUA

“PARAMETROS FARMACOCINETICOS”

INTRODUCCION: Por medio de esta sencilla práctica, se demostrará que el fármaco, una vez administrado, llega al torrente circulatorio, a partir del cual pasa a todos los tejidos, incluyendo al tejido sobre el cual ejerce su acción farmacológica. Se demostrará también que conforme pasa el tiempo, la concentración plasmática se incrementa hasta que llega un punto en el cual, la concentración plasmática comienza a disminuir por los procesos de eliminación farmacológica. Finalmente, se demostrará que los fármacos se eliminan por vía renal una vez que son biotransformados.

MATERIAL Y REACTIVOS:

2 PIPETAS DE 2 ml. 3 MATRACES AFORADOS DE 100 ml. 10 TUBOS DE 13 X 100

1 PIPETA DE 10 ml. REACTIVO DE TRINDER ESTANDAR DE SALICILATOS

1 GRADILLA FOTOCOLORIMETRO CUBETAS

PREPARACIÓN DEL REACTIVO DE TRINDER: Se disuelven 10 g de cloruro mercúrico en 200 ml de agua destilada caliente. Cuando la disolución es completa, se enfría y se añaden 30 ml de ácido clorhídrico 1 N. Luego se añaden 10 g de nitrato férrico y se agita hasta disolución. Se lleva a 250 ml con agua destilada.

ESTANDAR DE SALICILATOS: Se pesan exactamente 580 mg de salicilato de sodio y se transfieren a un matráz volumétrico de 500 ml. Se disuelven en unos 100 ml de agua destilada tibia, se deja enfriar y se afora con agua destilada. Se añaden unas gotas de cloroformo como conservador. Esta solución contiene 1 mg/ml.

CURVA PATRON DE SALICILATOS: Se rotulan tres matraces aforados de 100 ml como “5”, “10” y “20” mg/ml. Se pipetean en ellos respectivamente 5.0, 10.0 y 20.0 ml de estándar de salicilatos. Se aforan los matraces a 100 ml con agua destilada y se mezcla perfectamente. Se colocan en 3 tubos de ensaye 1 ml de cada dilución, y en un cuarto tubo, 1 ml de agua destilada como BLANCO. A todos los tubos se les agrega 5 ml del reactivo de Trinder, agitando durante la adición. Se deja reposar por 5 minutos y se lee a 540 nm.

Con las tres lecturas se construye una curva patrón, que debe ser una recta que pase por el origen.

TÉCNICA:

1. Se preparan tres tubos de 13 x 100, rotulándolos como “sangre”, “orina” y “blanco”. Se pipetea un ml de sangre en el primero, un ml de orina en el segundo y un ml de agua destilada en el tercero.

2. Se adiciona a los tres tubos 5 ml del reactivo de Trinder, agitando durante la adición, y se deja reposar por 5 minutos.

3. Se centrífuga a 2,800 rpm y el líquido claro se decanta a una cubeta de fotocolorímetro, leyéndose la absorbancia a 540 nm, estableciendo el cero con el blanco.

4. Se obtiene la concentración en mg/100 ml a partir de la curva patrón preparada con anterioridad.

5.- Confeccione una curva concentración plasmática contra tiempo y concentración urinaria contra tiempo. Analice las curvas y concluya sobre la base de los resultados.

“EFECTOS DE LA VARIACION DEL pH URINARIO EN LA EXCRECION DE SALICILATOS”

INTRODUCCION: En el tratamiento de las intoxicaciones, resulta de suma utilidad el poder variar artificialmente el pH urinario, para poder así incrementar la velocidad de eliminación de los tóxicos ingeridos; por regla general, el pH ácido aumenta la eliminación de sustancias básicas y el pH básico incrementa la eliminación de sustancias ácidas.

TECNICA: El paciente debe tomar como CERO MINUTOS, el momento en que hace un completo vaciamiento de su vejiga y bebe 750 ml de agua. Pasados 60 MINUTOS, debe colectar su orina, medirla, desecharla y seguidamente tomar igual volumen de agua, que el de orina desechada.

A los 80 MINUTOS debe colectar su orina, medirla, tomar el pH y guardarla para BLANCO, y beber igual volumen de agua; debe ser un blanco por paciente.

A los 100 MINUTOS, colectar la orina, medir el volumen y desecharla; tomar las siguientes sustancias, con los respectivos volúmenes de agua:

PACIENTE SUSTANCIA VOLUMEN

1 4 g. ACIDO ASCORBICO 250 ml DE AGUA

2 10 g. BICARBONATO 250 ml DE AGUA

3 CONTROL 250 ml DE AGUA

A los 120 MINUTOS colectar la orina, medir volumen, tomar igual cantidad de agua con 2 ASPIRINAS de 500 mg todos los pacientes.

A cada uno de los siguientes tiempos: 150, 180 y 210 MINUTOS colectar la orina y beber igual volumen de agua; determinar el pH y la concentración de salicilatos. Trazar una gráfica de % DE ASPIRINA REMANENTE contra TIEMPO.

DETERMINACION DE SALICILATOS: Tomar 50 ml de orina y añadir unas gotas hidróxido de amonio, poner en baño de agua por 10 min., enfriar, neutralizar y aforar a 100 ml. Trabajar los blancos en las mismas condiciones.

Tomar 1 ml de blanco, 1 ml de estándar de salicilato y 1 ml de problema; añadir a cada tubo 6 ml de nitrato férrico y leer a 525 nm.

SOLUCION DE NITRATO FERRICO: Pesar 4 g de nitrato férrico y 4 g de cloruro mercúrico, llevar a un volumen de 100 ml con ác. clorhídrico 0.1 N.

ESTANDAR DE SALICILATOS: Pesar exactamente 20 g de salicilato de sodio y aforar a 1000 ml con agua destilada. Tomar 1 ml de esta solución y aforar a 100 ml con agua destilada.

CONCENTRACIÓN DEL ESTANDAR = 200 mcg/ml.

CONC. ESTANDAR

CONCENTRACION SALICILATOS = ----------------------------------- X LECT PROBLEMA

LECT. ESTANDAR

DOSIS DE ASPIRINA INGERIDA = "A" mg "A" mg _________ 100%

CANT. SALICILATO EXCRETADO = "B" mg "B" mg _________ X

Hay que ir sumando los porcentajes de salicilato excretados a partir de los 150 a los 240 MINUTOS, para determinar cantidades totales de salicilato excretados y remanentes.


150 Minutos

180 Minutos

210 Minutos

PACIENTE

D.O.

Conc

Mg.

% Exc.

% Rem.

D.O.

Conc

mg.

% Exc.

% Rem.

D.O.

Conc

mg.

% Exc.